Alfa-2-adrenergiset reseptoriagonistit estävät stressin aiheuttaman kokaiinin etsimisen vahvistumisen

Koe 1: Klonidiinin, lofeksidiinin ja guanabentsin vaikutukset jalkatärähdyksen aiheuttamaan NE:n vapautumiseen

Koehenkilöt

Koehenkilöt olivat urospuolisia Long-Evans-rotteja (Charles River, Quebec), jotka painoivat kokeen alussa 300-350 g. Eläimet säilytettiin koko kokeen ajan kosteus- ja lämpötilakontrolloidussa pesähuoneessa käänteisellä valo-pimeä-aikataululla (valot päällä klo 1730-0530), ja ne saivat vapaasti käyttää tavallista laboratoriorottien ruokaa ja vettä. Koemenetelmät noudattivat CCAC:n ohjeita, ja Concordia-yliopiston eläintenhoitokomitea hyväksyi ne.

Leikkaus

Ennen leikkausta rotat nukutettiin natriumpentobarbitaalilla (65 mg/kg, i.p.), ja niihin ruiskutettiin atropiinisulfaattia (0,6 mg/ml; 0,2 ml/rotta, SC) ja antibioottia (Penlong, Rogar/STB Inc.; 0,1 ml/rotta, i.m.). Ohjauskanyylit (20 gauge; Plastics One) istutettiin dialyysisondien myöhempää asettamista varten; yksi asetettiin PFC:hen ja yksi AMG:hen vastakkaisiin aivopuoliskoihin. Eläimet, joita käytettiin guanabeenin vaikutusten tutkimiseen, saivat yhden ohjauskanyylin, joka oli suunnattu PFC:hen. Hemisfääri, johon kyseiset ohjauskanyylit istutettiin, tasapainotettiin eri käsittelyissä. Käytetyt stereotaksiset koordinaatit (suhteessa bregmaan ja kallon pintaan) olivat seuraavat: AMG, AP -3,0 mm, ML ± 4,5 mm, DV -6,7 mm; PFC, AP + 3,2 mm, ML ± 0,5 mm, DV -1,5 mm (Paxinos ja Watson 1997). Asetettaessa dialyysisondin varsi ulottui 1 mm:n päähän ohjauskanyylistä. Implantoidut ohjauskanyylit kiinnitettiin kalloon ruostumattomasta teräksestä valmistetuilla ruuveilla ja hammassementillä. Ohjauskanyylit suljettiin ruuvikiinnitteisillä obduraattoreilla. Kaikki eläimet palautettiin pesähuoneeseen vähintään viikon toipumisajaksi ennen testausta.

Mikrodialyysi

Mikrodialyysi suoritettiin neljässä kuusikulmaisessa testikammiossa (42 × 39 × 33,5 cm), jotka oli rakennettu pleksilasista, joissa oli puukatto ja ruostumattomasta teräksestä valmistetut sauvat. Kunkin kammion ympärille vedettiin pimeät verhot, ja valaistus toteutettiin vuorotellen yläpuolella olevilla hehkulampuilla (15 W). Dialyysianturi koostui 1,8 mm:n (AMG) tai 3,5 mm:n (PFC) pituisesta puoliläpäisevästä dialyysikalvosta (Spectra/Por; 240 μm o.d., 13000 M.W. cutoff), joka oli suljettu toisesta päästä ja kiinnitetty toisesta päästä 19 mm:n pituiseen 26 mm:n ruostumattomasta teräksestä valmistettuun putkeen. Ruostumattomasta teräksestä valmistetun akselin toinen pää yhdistettiin 40-50 cm:n pituisella PE-20-letkulla testikammion yläpuolelle sijoitettuun infuusiokääntöpyörään, joka puolestaan oli PE-20-letkulla yhdistetty nopeussäädettävään infuusiopumppuun. Halkaisijaltaan pieni sulatettu piidioksidiputki jatkui koettimen läpi, jonka toinen pää oli 0,5 mm:n päässä koettimen kärjestä ja toinen pää poistui PE-letkusta 35 cm infuusiokierukan alapuolella. PE-20-putken ulkoinen pituus oli suojattu vaurioilta teräsjousikoteloilla. Koettimet suunniteltiin siten, että puoliläpäisevän kalvon koko pituus ulottui ohjauskanyylin kärjen alapuolelle.

Kunkin testatun lääkkeen vaikutusten tutkimiseen käytettiin erillisiä eläinryhmiä. Kussakin ryhmässä kukin eläin osoitettiin satunnaisesti käsittelyolosuhteeseen. Eläimet, jotka saivat ajoneuvoinjektioita, ajettiin kussakin ryhmässä, mutta ne yhdistettiin yhdeksi ryhmäksi tilastollista analyysia varten. Lopulliset ryhmäkoot (PFC/ AMG) olivat seuraavat: Vehikkeli (n = 15/17), klonidiini 20 μg/kg (n = 7/6), klonidiini 40 μg/kg (n = 9/5), lofeksidiini 75 μg/kg (n = 6/6), lofeksidiini 150 μg/kg (n = 5/6), guanabensi 640μg/kg (n = 4, PFC). Guanabensiä saaneita eläimiä lukuun ottamatta kaikki koehenkilöt dialysoitiin kahdesti, kerran PFC:ssä ja kerran AMG:ssä 3-4 viikon välein testien välillä.

Sondit asetettiin paikalleen päivää ennen mikrodialyysitestauksen aloittamista. Tukkeutumisen estämiseksi keinotekoinen CSF (145 mM Na+, 2,7 mM K+, 1,22 mM Ca2+, 1,0 mM Mg2+, 150 mM Cl-, 0,2 mM askorbaatti, 2 mM Na2HPO4, pH 7,4 ± 0,1) perfusoitiin yön yli nopeudella 0,06 μl/min. Dialysaattinäytteenotto ja aktiivisuuden seuranta aloitettiin seuraavana aamuna. Dialysaatin virtausnopeus nostettiin 0,6 μl/min, ja dialysaatin perusnäytteet (∼12 μl/näyte) otettiin 20 minuutin välein. Näytteitä kerättiin, kunnes saavutettiin vakaa perustaso, joka määriteltiin vähintään kolmeksi peräkkäiseksi näytteeksi, joissa dialysaatin NE-pitoisuus vaihteli ±10 %. Vakaan perustason NE-tasojen saavuttamisen jälkeen kaikki eläimet saivat i.p.-injektion (1 ml/kg) sopivaa lääkettä tai kantajaa, joka annettiin 40 minuuttia ennen 10 minuutin pituista jalkasokkijaksoa. Iskut annettiin vaihtelevalla aikataululla keskimäärin 40 sekunnin välein (vaihteluväli 10-70 sekuntia); kunkin iskun (0,6 mA) kesto oli 0,5 sekuntia. Näytteitä kerättiin vielä 120 minuutin ajan (6 näytettä). Näytteet analysoitiin välittömästi käyttäen yhtä kahdesta samanlaisesta korkean suorituskyvyn nestekromatografiajärjestelmästä, joissa on sähkökemiallinen tunnistus (HPLC-EC). Näytteet (10 μl) ladattiin käänteisfaasipylväisiin (15 × 0,46 cm; HAISIL C18, 5 μm; Sci. Products & Equipment, Concord, Ontario) manuaalisten injektioporttien kautta (Reodyne 7125; 20 μl silmukka); NE:n, dihydroksifenyylietikkahapon (DOPAC), 5-hydoksi-indolietikkahapon (5-HIAA) ja homovanilliinihapon (HVA) pelkistys- ja hapettumisvirrat mitattiin kaksikanavaisilla ESA-koulometrisillä ilmaisimilla (Coulochem 5100, jossa on ilmastointikenno malli 5021 ja analyyttinen analytiikkakenno mallin 5011 kanssa, Sci. Products & Equipment). NE:n virrat mitattiin DOPAC:n ja HVA:n virroista riippumatta käyttäen Coulochem-ilmaisimien erillisiä kanavia. Liikkuvat faasit (natriumasetaatti 36 mM, SOS 3,1 mM, EDTA 100 μM, 5 % asetonitriili, joka on säädetty pH-arvoon 3,7 jääetikkahapolla) kierrätettiin kunkin suljetun järjestelmän läpi virtausnopeudella 1,4 ml/min Waters 510 HPLC -pumpuilla. NE:lle, DOPAC:lle ja HVA:lle saadut piikit integroitiin ja kvantifioitiin EZChrom Chromatography Data Systemillä (Sci. Products & Equipment). Yksittäisten rottien dialysaattinäytteet analysoitiin aina samalla HPLC-EC-järjestelmällä, ja eläinten osoittaminen kuhunkin järjestelmään tasapainotettiin kaikissa hoitoryhmissä. Ruoka poistettiin kammioista ennen näytteenottoa, mutta veden juomaputki oli käytettävissä. Testauksen päätyttyä koettimen oikean sijoittamisen vahvistaminen määritettiin tutkimalla 30 μm:n leikkaukset, jotka leikattiin koettimen sijoituskohtien läpi, jotka värjättiin kresyylivioletilla.

Koe 2: Klonidiinin vaikutukset Footshock- ja kokaiinin aiheuttamaan reinstallaatioon

Koehenkilöt

Koehenkilöt olivat 25 urospuolista Long-Evans-rottia (”Charles River”, Quebec), jotka painoivat kokeilun alkaessa 350-425 g. Eläimiä pidettiin yllä kokeessa 1 kuvatulla tavalla.

Leikkaus

Eläimet valmisteltiin leikkausta varten kokeessa 1 kuvatulla tavalla. Oikeaan kaulalaskimoon istutettiin laskimokatetri (Dow Corning). Laskimoon työnnettiin 3 cm:n pituinen silastinen letku (sisähalkaisija 0,30 mm, ulkohalkaisija 0,64 mm), joka liitettiin lämpökutisteputkella 9 cm:n pituiseen silastiseen letkuun (sisähalkaisija 0,51 mm, ulkohalkaisija 0,94 mm), joka vietiin ihon alle kallon yläosaan. Katetri kiinnitettiin laskimoon silkkiompeleilla, ja se poistui liittimeen (modifioitu 22 gauge -kanyyli; Plastics One, Roanoke, VA), joka kiinnitettiin kalloon jalokiviruuveilla ja hammassementillä; kanyylin aukon päälle asetettiin muovikorkki. Eläinten annettiin toipua leikkauksesta 1-2 viikkoa.

Laitteet

Kokeissa käytetyt itsehoitokammiot oli varustettu sisäänvedettävällä vivulla (Med Associates, St Albans, VT) ja sisäänvedottomalla ”dummy”-vivulla. Molemmat vivut sijaitsivat 9 cm lattian yläpuolella. Infuusiopumppu (Razel Scientific Instruments, Stamford, CT) aktivoitiin sisäänvedettävän eli ”aktiivisen” vivun vasteilla. Vastaukset nuken vipuun kirjattiin, mutta ne eivät johtaneet pumpun aktivoitumiseen. Lääkeliuosta annosteltiin 10 sekunnin ajan 65 μl:n tilavuudessa. Aivan aktiivisen vivun yläpuolella oleva valkoinen ärsykevalo syttyi koko infuusiojakson ajan, ja tänä aikana kirjattiin lisävasteet, jotka eivät kuitenkaan johtaneet pumpun uudelleenaktivointiin. Kukin itsehallintakammio oli varustettu antamaan vakiovirtaista, jaksottaista, väistämätöntä, sähköistä jalkatärähdystä ruudukon lattiaan (Grason-Stadler-generaattori #E1064GS tai Med Associates) sekoittimen kautta. Jalkasokkia annettiin 15 minuutin ajan vaihtelevan aikataulun mukaisesti keskimäärin 40 sekunnin välein (vaihteluväli 10-70 sekuntia). Kukin sokki (0,6 mA) oli kestoltaan 0,5 sekuntia. Tämä jalkasokkien voimakkuus on todettu laitteemme avulla olevan vähimmäistaso, jota tarvitaan luotettavan palauttamisen aikaansaamiseksi.

Huumeet

Kokaiini HCl saatiin BDH Chemicalsilta (Toronto, Kanada) ja se liuotettiin fysiologiseen suolaliuokseen. Klonidiini HCl ostettiin Sigmasta (St Louis, MO) ja se liuotettiin fysiologiseen suolaliuokseen ja injektoitiin i.p. (0, 20 ja 40 μg/kg).

Menettely

Vaihe 1: Koulutus. Rotat koulutettiin antamaan itselleen kokaiini HCl (0.5 mg / kg / injektio, i.v.) kiinteän suhteen 1 vahvistusaikataululla yhden päivittäisen 3 tunnin itsehoitoistunnon aikana. Joka päivä puolet eläimistä tuotiin operanttikammioihin itsehoitoistuntoa varten aamulla, noin kolme tuntia valojen sammuttamisen jälkeen, ja puolet eläimistä tuotiin kammioihin iltapäivällä, noin seitsemän tuntia valojen sammuttamisen jälkeen. Aamu- ja iltapäiväistuntoihin määrätyt eläinryhmät vuorottelivat päivittäin siten, että harjoittelun loppuun mennessä kaikki eläimet olivat saaneet yhtä monta itsehallintaistuntoa molempina ajankohtina. Oli tärkeää, että kaikilla eläimillä oli samanlaisia kokemuksia itsensä antamisesta varhain ja myöhään päivällä, koska vaiheen 2 aikana kaikki eläimet saivat sammutusistuntoja aamulla, jota seurasi testiistunto, joka tapahtui tyypillisesti iltapäivällä. Jokaisen istunnon alussa punainen talon valo syttyi 10 sekunniksi ennen kuin sisäänvedettävä vipu tuotiin häkkiin. Aivan aktiivisen vivun yläpuolella oleva valo paloi ensimmäiset 30 sekuntia vivun esittämisen jälkeen. Talon valo pysyi valaistuna koko istunnon ajan. Kuten aiemmin todettiin, aktiiviseen vipuun kohdistuvat reaktiot johtivat infuusiopumpun aktivoitumiseen ja vivun yläpuolella olevan valon syttymiseen 10 sekunnin ajaksi lääkkeen annon ajaksi. Lisävivun painallukset lääkkeen annostelujakson aikana kirjattiin, mutta ne eivät johtaneet pumpun uudelleenaktivoitumiseen. Harjoitusolosuhteet olivat voimassa 10-12 päivää. Koulutuksen päätyttyä eläimet jätettiin rauhaan pesähuoneeseen 7-13 päiväksi. Tämän jälkeen suoritettiin sammutus ja testaus. Tässä kokeessa ja kokeessa 3B eläinryhmille annettiin eri annoksia testilääkkeitä. Kunkin ryhmän kaikki eläimet altistettiin tämän jälkeen kolmelle testiolosuhteelle; suolaliuokselle, kokaiinille ja jalkasokille.

Vaihe 2: Uuttaminen ja testaus. Sammuttamisen ja testauksen aikana, jotka tapahtuivat neljän peräkkäisen päivän aikana, eläimet olivat 24 tuntia vuorokaudessa itseannostelukammioissa. Ruoka ja vesi olivat vapaasti eläinten saatavilla, paitsi päivittäisten sukupuutto- ja testausistuntojen aikana. Eläimet tuotiin kammioihin ensimmäistä sammutus- ja testauspäivää edeltävänä iltana. Koska harjoitteluvaiheen aikana ajettiin joka päivä kaksi erillistä rottaryhmää, yksi eläinryhmä testattiin vaiheen 2 neljänä ensimmäisenä päivänä ja toinen eläinryhmä testattiin neljän seuraavan päivän aikana. Sammuttamisen ja testauksen aikana säilytettiin kaikki olosuhteet, jotka olivat läsnä koulutuksen aikana, paitsi että vivun painallukset eivät johtaneet kokaiinin infuusioihin.

Tässä ja kaikissa myöhemmissä palautuskokeissa eläimille annettiin useita päivittäisiä 1 tunnin sammutusistuntoja, jotka erotettiin välijaksoilla, joissa vipu vedettiin pois. Päivänä 1 eläimille annettiin neljä sammutusistuntoa; päivinä 2-4 eläimille annettiin kahdesta kolmeen sammutusistuntoa, jotka riittivät perustason määrittämiseksi 15 tai vähemmän vastauksia tunnin aikana, jota seurasi 180 min testiistunto. Välijaksojen kesto pidettiin vakiona jokaisessa kokeessa, ja se vastasi lääkkeen imeytymiseen tarvittavaa viivettä esikäsittelyinjektioiden ja testin alkamisen välillä. Tässä kokeessa välijaksojen kesto oli 40 min.

Kokeessa erilliset eläinryhmät esikäsiteltiin joko 0, 20 tai 40 μg / kg, i.p., klonidiinilla ennen kutakin kolmesta uudelleenkäyttöön palauttamista koskevasta testistä (suolaliuos, kokaiini ja jalkaisku), jotka annettiin peräkkäisinä päivinä ja tasapainotetussa järjestyksessä. Klonidiini ruiskutettiin 40 minuuttia ennen vivun asettamista. Suolaliuos- ja kokaiinipriming-testejä varten eläimille annettiin ei-ehdollinen, i.p., suolaliuos- tai kokaiini-injektio (20 mg/kg) 5 minuuttia ennen vivun asettamista. Jalkojen iskutestejä varten eläimet altistettiin 15 minuutin lyhytaikaiselle jaksottaiselle jalkojen iskurasitukselle välittömästi ennen vivun asettamista. Testijaksot olivat kestoltaan 3 tuntia. Kokaiiniannos ja footshock-parametrit valittiin tämän laboratorion aikaisempien töiden perusteella (Erb et al. 1996; Erb et al. 1998; Shaham et al. 1998). Klonidiiniannokset valittiin niiden reinstallaatiokokeiden perusteella, joita olemme tehneet heroiinilla koulutetuilla rotilla (Shaham et ai. 2000).

Koe 3A: Lofeksidiinin vaikutukset suuriin sakkaroosin reagointinopeuksiin

Koska lofeksidiinin farmakologista profiilia ei ole luonnehdittu yhtä hyvin kuin klonidiinin, suoritettiin koe sen selvittämiseksi, aiheuttaako lofeksidiini ja millä annoksilla lofeksidiini suorituskyvyn puutteita. Annokset palautumiskokeissa valittiin tässä kokeessa saatujen tulosten perusteella.

Koehenkilöt

Koehenkilöt olivat 8 urospuolista Long-Evans-rottaa (Charles River, Quebec), jotka painoivat kokeen alussa 400-550 g. Rottia käytettiin aiemmin kokeessa, jonka tarkoituksena oli tutkia sakkaroosin etsimisen palauttamista uudelleen jalkatärähdyksen avulla (Buczek et ai. 1999). Eläimiä pidettiin samanlaisissa olosuhteissa kuin kokeessa 1 kuvatut olosuhteet.

Laitteisto

Jokainen itsehallintakammio oli varustettu kahdella paikallaan olevalla vivulla, jotka oli symmetrisesti keskitetty yhteen sivupaneeliin 5 cm lattian yläpuolelle. Toisen vivun, ”aktiivisen” vivun, painallukset aktivoivat pumpun (Razel Sci. Stamford, CT). Toisen vivun, ”nuken” vivun, reaktiot rekisteröitiin, mutta niillä ei ollut seurauksia. Pumpun aktivointi johti 0,18 ml:n sakkaroosiliuoksen 20 sekunnin mittaiseen annosteluun nestepisara-astiaan, joka sijaitsi kahden vivun välissä. Koko sakkaroosin luovutusjakson ajan aktiivisen vivun yläpuolella syttyi valkoinen ärsykevalo, ja tänä aikana kirjattiin lisävasteet, mutta ne eivät johtaneet pumpun uudelleenaktivoitumiseen.

Huumeet

Lofexidine HCl:n toimitti avokätisesti Keith Davies, Britannia Pharmaceuticals Ltd., UK. Lääke liuotettiin fysiologiseen keittosuolaliuokseen ja ruiskutettiin i.p. (0, 80, 120, 160 tai 200 μg/kg).

Menettely

Eläimille, jotka olivat aiemmin oppineet sakkaroosin omatoimisen annostelun eräässä toisessa tutkimuksessa (Buczek ym. 1999), annettiin sen jälkeen viisi istuntoa viitenä peräkkäisenä päivänä viiden peräkkäisen päivän aikana, jolloin ne antoivat itselleen 30 %:n sakkaroosiliuoksen FR-1-taulukolla. Seuraavissa päivittäisissä istunnoissa eläimille annettiin joko injektio (0 μg/kg) tai lofeksidiini (80, 120, 160 tai 200 μg/kg, i.p.) 60 minuuttia ennen itsehallintaistunnon alkua. Kaikki eläimet saivat kaikki lofeksidiiniannokset tasapainotetussa järjestyksessä; korkein lofeksidiiniannos testattiin kahdesti. Jokaista istuntoa, jossa eläimiä hoidettiin lofeksidiinillä, seurasi suolaliuosta sisältävä esikäsittelyistunto lääkkeen siirtovaikutusten minimoimiseksi.

Koe 3B: Lofexidiinin vaikutukset jalkoiskun ja kokaiinin aiheuttamaan palauttamiseen

Koehenkilöt

Koehenkilöt olivat 49 urospuolista Long-Evans-rottaa (34 Charles Riveristä, Quebecistä; 15 Harlan Sprague Dawleystä, Yhdysvalloista), jotka painoivat 350-400 g kokeen alussa. Eläimiä pidettiin yllä kokeessa 1 kuvatulla tavalla. Kahdelta toimittajalta peräisin olevien eläinten välillä ei ollut selviä eroja reagoinnissa missään kokeen vaiheessa.

Menettely

Vaihe 1: Harjoittelu. Eläimet koulutettiin antamaan itse kokaiinia kokeessa 2 kuvatuissa olosuhteissa.

Vaihe 2: Ekstinktio ja testaus. Tässä kokeessa edellä kuvatut välijaksot olivat kestoltaan 60 minuuttia. Testissä erilliset eläinryhmät esikäsiteltiin joko 0, 50, 100, 150 tai 200 μg / kg, i.p., lofeksidiinillä ennen kutakin kolmesta uudelleenkäyttöön palauttamista koskevasta testistä (suolaliuos, kokaiini ja footshock-stressi), jotka annettiin peräkkäisinä päivinä ja vastapainotetussa järjestyksessä (ks. Koe 2). Lofexidiini ruiskutettiin 60 minuuttia ennen vivun asettamista. Koe-istunnot olivat kestoltaan 3 tuntia. Lofeksidiiniannokset valittiin kokeessa 3A saatujen tulosten perusteella.

Koe 4: Guanabenzin vaikutukset Footshock- ja kokaiinin aiheuttamaan reinstallaatioon

Koehenkilöt

Koehenkilöt olivat 18 urospuolista Long-Evans-rottaa (Charles River, Quebec), jotka painoivat kokeen alussa 350-400 g. Eläimiä pidettiin yllä kokeessa 1 kuvatulla tavalla.

Lääke

Guanabenz ostettiin Sigmalta (St Louis, MO) ja se liuotettiin fysiologiseen suolaliuokseen ja injektoitiin i.p. (0, ja 640 μg / kg).

Menettely

Vaihe 1: Koulutus. Eläimet koulutettiin antamaan itse kokaiinia kokeessa 2 kuvatuissa olosuhteissa.

Vaihe 2: Ekstinktio ja testaus. Tässä kokeessa edellä kuvatut välijaksot olivat kestoltaan 60 minuuttia. Testissä eläimiä esikäsiteltiin 0 tai 640 μg / kg guanabenzilla, i.p., ennen kutakin kahdesta uudelleenkäyttöön palauttamista koskevasta testistä (ei footshockia, footshockia tai suolaliuosta, kokaiinia), jotka annettiin peräkkäisinä päivinä (ks. Koe 2). Guanabenz ruiskutettiin 60 minuuttia ennen vivun asettamista. Koe-istunnot olivat kestoltaan 3 tuntia. Guanabensiannos valittiin sen perusteella, että se korvaa 40 μg/kg klonidiinia huumeiden erottelumenetelmässä (Bennett ja Lal 1982).

Tilastolliset analyysit

Mikrodialyysitiedot analysoitiin käyttäen sekatekijä-ANOVA:ta solunulkoisen NE:n pitoisuudelle 20 min dialysaattinäytteissä; koehenkilöiden välinen tekijä oli klonidiiniannos (0, 20, 40 μg / kg), lofeksidiini (0, 75 tai 150 μg / kg) tai guanabensi (0 tai 640 μg / kg) ja toistuva toimenpide oli aika. Merkitseville ajan ja annoksen välisille vuorovaikutuksille tehtiin yksisuuntaiset ANOVA:t annostekijän osalta tietyissä aikapisteissä. Tarvittaessa suoritettiin post hoc -testejä (Fisherin LSD, p < .05) verrattaessa ajoneuvoa (0 μg / kg) lääkeolosuhteisiin.

Kaksi riippuvaista toimenpidettä palauttamista koskevissa testeissä olivat aktiivisen vivun vasteiden lukumäärä (infuusiot + aikavasteet) ja inaktiivisen vivun vasteiden lukumäärä kolmen tunnin kuluessa. Kaikki käyttäytymistiedot esitetään keskiarvoina ± SEM. Koska reaktioiden määrässä oli huomattavaa vaihtelua eri palautumiskokeissa, käytettiin tarvittaessa ei-parametrisia tilastoja toisiinsa liittyville (Friedman ja Wilcoxon) ja toisiinsa liittymättömille (Kruskal-Wallis ja Mann-Whiney) otoksille.

Sakkaroositutkimuksessa (koe 3A) riippuvaisia mittareita olivat reaktioiden määrä aktiivisella (vahvistetut + aikakatkaisuvasteet) ja inaktiivisella vivulla sekä saatujen vahvistusten määrä. Toistettujen mittausten ANOVA-analyysit suoritettiin siten, että annos oli koehenkilön sisäinen tekijä. Tarvittaessa suoritettiin post hoc -testejä (Fisherin LSD, p < .05) verrattaessa ajoneuvoa (0 μg/kg) lääkeolosuhteisiin.