Adénylyl cyclase

• 1 Fonction
• 2 Introduction
  • 2.1 Adénosine Monophosphate cyclique
  • 2.2 Pyrophosphate
• 3 Adénylyl Cyclase mammalienne
  • 3.1 Type II
    • 3.1.1 Structure
    • 3.1.2 Troubles de surexpression
• 4 Adénylyl Cyclase Rv1264
  • 4.1 Structure
    • 4.1.1 Domaine catalytique C-terminal
      • 4.1.1.1 α1-switch
    • 4.1.2 Domaine régulateur N-terminal
      • 4.1.2.1 αN10-switch
  • 4.2 Régulation par le pH
  • 4.3 Rôle biologique
• 5 Structures 3D de l’adénylyl cyclase

Fonction

L’adénylyl cyclase (ADCY, numéro EC 4.6.1.1), également appelée adénylate cyclase, est une enzyme qui catalyse la cyclisation de en . L’opération se déroule en une seule étape concertée, au cours de laquelle l’oxygène du groupe hydroxyle 3′ de l’ATP attaque de manière nucléophile l’alpha-phosphate en formant une liaison phosphodiester et en clivant un groupe pyrophosphate. Dans la plupart des sites actifs, il y a un résidu acide près du 3’OH qui fonctionne dans sa déprotonation, et des résidus basiques par le β-phosphore pour abaisser l’énergie du groupe pour le clivage. Le réactif de la réaction catalysée par l’adénylyl cyclase est l’ATP ; l’ATP est le nucléotide triphosphate le plus abondant dans la plupart des cellules, avec des concentrations typiques allant de 1 à 10mM. Cette concentration intracellulaire élevée permet aux concentrations d’AMPc d’augmenter rapidement en réponse à un signal spécifique, ce qui est important dans de nombreuses voies de transduction du signal et de métabolisme. Le produit principal de cette réaction est l’AMPc, avec un produit secondaire de PPi. Les régions cytoplasmiques de l’ADCY sont constituées de son extrémité N-terminale, C1a, C1b, C2a et C2b. Les C1a et C2a constituent le domaine catalytique. Cette page met l’accent sur l’adénylyl cyclase microbienne Rv1264, mais les adénylyl cyclases des mammifères sont également abordées de manière moins détaillée.

La protéine associée à l’adénylyl cyclase (CAP) régule le cytyosquelette d’actine et l’adhésion cellulaire chez tous les eucaryotes.

Pour l’adénylate cyclase sensible à la calmoduline, voir Facteur d’œdème de l’anthrax.

Introduction

Il existe dix isozymes d’adénylyl cyclases chez les mammifères, l’adénylyl cyclase de type I-X, (ADCY I-X), et beaucoup plus chez d’autres organismes. Toutes les adénylyl cyclases des mammifères, et la plupart des autres adénylyl cyclases, appartiennent à la classe III ; la plupart sont des protéines membranaires intégrales, et toutes produisent de l’AMPc, dont la capacité peut être activée ou inactivée en réponse à certaines conditions ou à certains ligands. Toutes les adénylyl cyclases liées à la membrane des mammifères sont activées par les sous-unités alpha des protéines G, mais répondent différemment à des ligands tels que les ions magnésium, les ions calcium et les sous-unités bêta gamma des protéines G. Une des isozymes des mammifères, et certaines formes procaryotes de l’adénylyl cyclase répondent aux conditions environnementales, principalement le pH.

Adénosine Monophosphate Cyclique

Chez les mammifères, l’AMPc agit comme un messager secondaire, une de ses fonctions est de contrôler l’activité de la protéine kinase A (PKA). A son tour, la PKA a des rôles assez diversifiés dans les cellules, si la plupart d’entre eux sont associés au métabolisme, la PKA joue également des rôles importants dans la transcription, le cycle cellulaire et l’apoptose. Le sort ultime de l’AMPc est sa transformation en AMP par le clivage de la liaison phosphodiester par la 3′, 5′-cyclique adénosine monophosphate phosphodiestérase.

Pyrophosphate

Le clivage du sous-produit de cette réaction, PPi, par la pyrophosphatase donne deux molécules de phosphate inorganique (Pi). L’ATP synthase peut réincorporer ce phosphate inorganique en adénine diphosphate (ADP) pour fabriquer de l’ATP en utilisant l’énergie de la force motrice du proton.

Adénylyl cyclase des mammifères

Il existe dix isozymes d’adénylyl cyclases chez les mammifères, adénylyl cyclase de type I-X, (ADCY I-X) ; Chez les mammifères, l’adénylyl cyclase joue un rôle important dans les voies de transduction du signal dans lesquelles l’AMPc est un messager secondaire.

Les ADCY I-IX partagent toutes une structure générale ; Elles sont composées de deux régions trans-membranaires (M1, M2) qui sont composées de six hélices membranaires et fonctionnent pour maintenir l’enzyme ancrée dans la membrane, et de deux régions cytoplasmiques (C1, C2) qui peuvent être encore subdivisées (C1a, C1b, C2a, C2b) et sont responsables de toute l’activité catalytique, et de la régulation par les protéines G et la forskoline. En solution, les domaines C1a et C2a peuvent former des hétérodimères entre eux, dans la même enzyme ou dans des enzymes différentes, ou ils peuvent former des homodimères avec leurs unités identiques sur des enzymes différentes. Le domaine C1b est très grand (≈15 kDa) avec de nombreux sites de régulation, et a une structure variable à travers les isozymes ; tandis que le domaine C2b est presque inexistant dans de nombreuses isozymes, et n’a pas encore été associé à une fonction particulière.

Type II

Structure

Un monomère de domaine C2 de a un interne, hydrophobe, antiparallèle entouré de plusieurs, amphipathique , sauf pour une zone qui a dû former un homodimère avec un autre domaine C2. Deux monomères des domaines C2 de l’adénylyl cyclase de type II se lient ensemble en solution pour former un , qui est nécessaire à la conversion catalytique de l’ATP en AMPc et PPi. Lorsqu’ils sont liés, ils créent une profonde crevasse traversant le centre de leur site de liaison ; cette crevasse est adaptée à la liaison de deux molécules à ses extrémités. De fortes liaisons hydrogène sont établies entre les atomes d’oxygène de la forskoline et le squelette peptidique environnant, et le reste des interactions sont hautement hydrophobes, car le site de liaison de la forskoline contient dix résidus aliphatiques et aromatiques. Cette liaison de la forskoline crée un lien hydrophobe entre les monomères, dont chacun possède deux surfaces hydrophobes différentes se liant à la forskoline ; et c’est cette interaction qui rend l’homodimère stable. La forskoline interagit également avec l’Asn 1025 et le positionne correctement, ce qui est essentiel pour l’activité catalytique, et elle peut même interagir directement avec l’ATP. Ce complexe homodimère-forskoline peut être encore activé en réponse à un signal via la liaison à la sous-unité βγ d’une protéine G . Cette sous-unité βγ se lie à qui constituent une partie d’une hélice α sur la couche la plus externe du complexe.

La de cet homodimère est située dans la crevasse, et est caractérisée par deux ensembles hautement conservés de résidus polaires (Arg 997 (vert), Asn 1025 (rouge), Ser1028(rose), Arg 1029(orange), Asp 1031(jaune), et Ser 1032(violet)). Un de ces ensembles est situé sur chaque sous-unité monomérique, sur l’homodimère, ils se disposent de manière antiparallèle, où ils pointent les uns vers les autres.

Désordres de surexpression

Dans le cerveau des mammifères, l’exécution des fonctions basées sur la mémoire est réalisée par le cortex préfrontal (CPF). Les canaux activés par l’hyperpolarisation (HCN) sur les neurones se ferment pour permettre aux signaux électrochimiques de circuler le long de l’axone et dans une synapse ; lorsque les canaux HCN sont ouverts, le signal électropotentiel ne peut pas être transmis à travers la cellule. L’exposition de ces canaux à l’AMPc provoque leur ouverture, stoppant la transmission des signaux, et altère ainsi les pensées cognitives supérieures. Chez les patients atteints de schizophrénie, une molécule régulatrice de l’AMPc, Disrupted-in-Schizophrenia 1 (DISC1), est mutée et ne peut pas réguler les niveaux d’AMPc ; ainsi, des niveaux élevés d’AMPc peuvent causer la schizophrénie. On pense que la fermeture des canaux HCN joue un rôle dans d’autres troubles, comme le TDAH et le trouble bipolaire. Ainsi, il est raisonnable que la régulation de la production d’AMPc en ciblant l’adénylyl cyclase de type II, puisqu’elle se trouve dans le cerveau, puisse agir comme un traitement pour ces troubles.

Rv1264 Adénylyl Cyclase

Bien que l’adénylyl cyclase se trouve dans tous les organismes à un niveau universel, les organismes apparentés à distance ont différentes modifications de l’enzyme, chacune est spécialisée pour une tâche particulière dans un environnement particulier. Comme indiqué précédemment, l’homme possède 10 isozymes connus de l’adénylyl cyclase, alors que Escherichia coli n’a qu’une seule isozyme et Mycobacterium tuberculosis en a 15. Une adénylyl cyclase particulièrement intéressante que possède M. tuberculosis, Rv1264, possède une extrémité N-terminale qui, dans un sens, agit comme un capteur de pH, car elle régule l’activité de l’enzyme en fonction du pH de la solution environnante. Cette adénylyl cyclase, comme la plupart des autres, appartient à la classe III, les adénylyl cyclases de cette classe possèdent plusieurs domaines, au moins un pour la catalyse, et un autre pour la régulation.

Structure

L’adénylyl cyclase est une protéine longue de 363 résidus composée d’un catalytique et d’un régulateur qui contient un flexible qui relie les deux. La structure active est un homodimère ressemblant à l’homodimère de type II des mammifères, où une hélice α d’un monomère (chaîne A) est placée à travers la bobine centrale enroulée d’un autre (chaîne B). Cette dimérisation place le domaine régulateur de la chaîne A à proximité du domaine catalytique de la chaîne B, et vice versa. Deux éléments de commutation sont présents dans la protéine, l’un dans le domaine C-terminal (α1-switch) et l’autre dans la région de liaison (αN10-switch), ceux-ci permettent de grands changements conformationnels dans l’enzyme en réponse à des changements environnementaux relativement petits.

Domaine catalytique C-terminal

L’activité catalytique des Rv1264 est assurée par les résidus : Asp 222 (rouge), Lys 261 (bleu), Asp 265 (orange), Arg 298 (rose), Asp 312 (jaune), Asn 319 (violet), Arg 323 (vert). Tous ces résidus créent un environnement hautement polaire dont la charge et la polarité sont complémentaires de celles de l’intermédiaire de la réaction. Les résidus qui guident les phosphates de l’ATP, les arginines 298 et 323, fixent un dans le site actif. Cet ion sulfate est situé dans la position qui sera occupée par le β-phosphate de l’ATP lors de la catalyse. Au cours de la catalyse, le β-phosphate est clivé de l’α-phosphate ; cette réaction peut être rendue plus favorable en abaissant l’énergie par des associations de charges complémentaires entre le β-phosphate et les arginines 298 et 323. Un autre résidu, le , se lie à une molécule par des interactions électrostatiques. La fonction spécifique de cette association est inconnue, mais en raison de sa proximité avec le site actif, elle pourrait jouer un rôle dans la catalyse.

Le séquençage des acides aminés a montré que la séquence entre le domaine catalytique des adénylyl cyclases de Rv1264 et le domaine catalytique des adénylyl cyclases de mammifères ne sont pas bien conservés, avec seulement une correspondance d’environ 25% avec l’adénylyl cyclase de type II de mammifères discutée ci-dessus. Les deux isozymes différentes, cependant, se ressemblent encore dans la mesure où la superposition de l’une sur l’autre présente un chevauchement substantiel, avec un écart quadratique moyen (rmsd) de moins de 1,76Å entre 79% de tous les . Une différence notable entre les domaines catalytiques de Rv1264 et de l’adénylyl cyclase de type II est leur taille relative ; Rv1264 n’a pas de bras de dimérisation et plusieurs de ses boucles ont été raccourcies. Il en résulte que le domaine catalytique de l’adénylyl cyclase Rv1264 s’associe sous forme de dimère avec une zone d’interface plus petite que celle du type II des mammifères, avec des zones d’interface de 1900Å2 et 3800Å2, respectivement. Les sites actifs les adénylyl cyclases de type II de Rv1264 et de mammifères sont encore plus conservés ; les dans le site actif ont un rmsd de seulement 0,69Å, et dans le site actif ont un rmsd de 1,17Å.

Toutes les informations structurelles ci-dessus pour le domaine catalytique C-terminal ne sont vraies que lorsque l’enzyme est dans son état actif. L’état inactif de l’enzyme possède un site actif désassemblé, donc aucune activité catalytique. Par rapport aux domaines N-terminaux fixes, chacun des domaines monomères C-terminaux peut se transposer jusqu’à 6Å et tourner de 55o. Ce changement massif de la structure tertiaire des domaines C-terminaux désassemble le site actif, éloignant les résidus catalytiques jusqu’à 25Å de leur position catalytiquement active. Non seulement le site actif est perturbé dans le domaine C-terminal, mais la zone d’interface entre les deux monomères diminue en taille de 1900Å2 à 930Å2.

α1-switch

Il est situé dans le domaine catalytique C-terminal et existe sous la forme d’une hélice α compacte lorsque l’enzyme est dans son état actif,. Lors de l’inactivation, la conformation α-hélicoïdale du α1-switch devient instable, et il se transforme en une bobine aléatoire. Comme ce commutateur est à proximité immédiate du site actif, un changement majeur dans la structure perturbe grandement le site actif, et rend l’enzyme inactive.

Cette structure est conservée dans les adénylyl cyclases de mammifères, où elle agit comme un contributeur pour le site de liaison des βγ-phosphates du substrat ATP. Elle fonctionne également dans la régulation des adénylyl cyclases de mammifères, avec une autre α-hélice, elle forme le site de liaison des sous-unités de la protéine Gsα et Giα qui régule l’activité des adénylyl cyclases.

Domaine régulateur N-terminal

Le domaine N-terminal fonctionne dans la régulation, il possède un mécanisme unique qui détermine si l’enzyme sera active ou non en fonction du pH de la solution environnante. Chaque monomère dans le dimère catalytiquement actif a dix , quand ils sont dimérisés, ils forment une structure en forme de disque. Une seule molécule de se lie dans une poche hydrophobe. La fonction de ce polyéthylène glycol semble être structurelle ; cependant, son placement spécifique et son mouvement entre les formes actives et inactives de l’enzyme suggèrent qu’il peut également fonctionner dans la détection des changements d’hydrophobie dans l’environnement.

Commutateur αN10

Le est situé dans la région de liaison et son changement de conformation a un effet plus drastique sur l’enzyme globale que le commutateur α1. Lorsque l’enzyme est active, le αN10-switch consiste en une bobine aléatoire avec une courte hélice α ; cette conformation ne permet qu’une faible interaction entre le domaine régulateur N-terminal et le domaine catalytique C-terminal, permettant à l’enzyme de présenter une activité catalytique. Cette hélice peut s’étendre jusqu’à 24Å, ce qui sépare les domaines catalytiques C-terminaux monomères du dimère. Cette séparation des domaines diminue leur surface d’interface et transpose des résidus ; comme nous l’avons vu plus haut, ces changements entraînent une inactivation de l’enzyme, et donc, une caractéristique majeure de l’état inactif de l’enzyme est un αN10-switch étendu. Lorsque le commutateur αN10 s’étend, il se déplace vers l’extérieur, et le pentaéthylène glycol se déplace dans une cavité nouvellement formée par l’hélice αN10. Cela soutient encore l’idée que le ligand pentaéthylène glycol fonctionne non seulement pour la structure, mais aussi pour la régulation.

Régulation par le pH

Au début de la région de liaison, il y a un résidu, , qui a une influence considérable sur la régulation par le pH. À un pH basique, le résidu n’a aucune charge et des interactions minimales avec les deux résidus catalytiques importants, qui se trouvent à 14 et 21 Å de leurs positions catalytiques actives. L’enzyme est inactive à cet état, non seulement à cause des résidus Lys 261 et Asp 312, mais aussi parce que d’autres composants structurels majeurs du site catalytique sont désassemblés. À un pH acide, la Rv1264 devient active (pH optimal ~ 5,8) et son activité peut être multipliée par 40. À ce pH acide, His 192 devient protoné et chargé positivement ; ce qui crée des changements structurels majeurs dans toute la protéine, y compris la compaction du commutateur αN10 et du commutateur α1, la contraction de l’hélice α4 qui provoque à son tour une translocation du ligand paraéthylène glycol. Le His 192 chargé positivement repousse électrostatiquement les résidus Lys 261 et Asp 312, ce qui, avec d’autres changements structurels, les transpose respectivement à 14 Å et 21 Å dans leurs positions catalytiquement actives.

, un résidu qui organise de nombreux résidus importants dans l’interaction C-terminal – N-terminal par des liaisons hydrogène, est également important pour la régulation. Lorsque ce résidu est muté, la régulation basée sur le pH est perdue et l’enzyme est constamment active.

De nombreux autres résidus contribuent également à la régulation par le pH ; ce sont les interactions électrostatiques et les liaisons hydrogène dans l’interface du domaine C-terminal – N-terminal qui permettent à l’adénylyl cyclase Rv1264 d’être sensible au pH.

Rôle biologique

M. tuberculosis est une bactérie pathogène, et donc elle est confrontée à un ensemble de réponses immunitaires d’un hôte pour tenter de s’en débarrasser. L’un des mécanismes de défense de l’hôte auquel M. tuberculosis est confronté est l’acidification rencontrée dans les phagolysosomes. La capacité à détecter cet environnement acide et à y répondre de manière appropriée peut grandement aider M. tuberculosis à infecter un hôte. Lorsque les niveaux d’AMPc sont augmentés, l’acidification d’autres structures est retardée et les niveaux élevés d’AMPc activent les protéines réceptrices de l’AMPc qui, à leur tour, régulent la transcription.

Structures 3D de l’adénylyl cyclase

3D Adénylyl cyclase structures 3D

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