Auxotrophie
GénétiqueEdit
En génétique, une souche est dite auxotrophe si elle porte une mutation qui la rend incapable de synthétiser un composé essentiel. Par exemple, un mutant de levure avec un gène inactivé de la voie de synthèse de l’uracile est un auxotrophe d’uracile (par exemple, si le gène de l’Orotidine 5′-phosphate décarboxylase de la levure est inactivé, la souche résultante est un auxotrophe d’uracile). Une telle souche est incapable de synthétiser l’uracile et ne pourra se développer que si l’uracile peut être prélevé dans l’environnement. C’est le contraire d’un prototrophe à l’uracile, ou dans ce cas d’une souche de type sauvage, qui peut toujours se développer en l’absence d’uracile. Les marqueurs génétiques auxotrophes sont souvent utilisés en génétique moléculaire ; ils ont été utilisés de manière célèbre dans les travaux de Beadle et Tatum, récompensés par le prix Nobel, sur l’hypothèse d’un gène et d’une enzyme, reliant les mutations des gènes aux mutations des protéines. Cela permet ensuite de cartographier les voies biosynthétiques ou biochimiques qui peuvent aider à déterminer quelle(s) enzyme(s) sont mutées et dysfonctionnelles dans les souches auxotrophes de bactéries étudiées.
Les chercheurs ont utilisé des souches d’E. coli auxotrophes pour des acides aminés spécifiques pour introduire des analogues d’acides aminés non naturels dans les protéines. Par exemple, les cellules auxotrophes pour l’acide aminé phénylalanine peuvent être cultivées dans des milieux supplémentés avec un analogue tel que la para-azido phénylalanine.
De nombreux êtres vivants, y compris les humains, sont auxotrophes pour de grandes classes de composés nécessaires à la croissance et doivent obtenir ces composés par l’alimentation (voir vitamine, nutriment essentiel, acide aminé essentiel, acide gras essentiel).
Le schéma complexe d’évolution de l’auxotrophie vitaminique à travers l’arbre de vie eucaryote est intimement lié à l’interdépendance entre les organismes.
Le test de mutagénicité (ou test d’Ames)Edit
Le test de mutagenèse de Salmonella (test d’Ames) utilise de multiples souches de Salmonella typhimurium qui sont auxotrophes à l’histidine pour tester si une substance chimique donnée peut provoquer des mutations en observant sa propriété auxotrophe en réponse à un composé chimique ajouté. La mutation que provoque une substance ou un composé chimique est mesurée en l’appliquant aux bactéries sur une plaque contenant de l’histidine, puis en déplaçant les bactéries sur une nouvelle plaque sans histidine suffisante pour une croissance continue. Si la substance ne fait pas muter le génome de la bactérie d’auxotrophe à l’histidine à prototrophe à l’histidine, alors la bactérie ne montrera pas de croissance sur la nouvelle plaque. Ainsi, en comparant le ratio des bactéries sur la nouvelle plaque à celui de l’ancienne plaque et le même ratio pour le groupe témoin, il est possible de quantifier le degré de mutagénicité d’une substance, ou plutôt, la probabilité qu’elle provoque des mutations de l’ADN. Un produit chimique est considéré comme positif pour le test d’Ames s’il provoque des mutations augmentant le taux de réversion observé et négatif s’il présente des résultats similaires à ceux du groupe témoin. On s’attend à un nombre normal, mais faible, de colonies révertantes lorsqu’une bactérie auxotrophe est placée sur un milieu sans le métabolite dont elle a besoin, car elle pourrait revenir à la prototrophie. Les chances que cela se produise sont faibles et entraînent donc la formation de très petites colonies. En revanche, si une substance mutagène est ajoutée, le nombre de révertants sera visiblement plus élevé que sans la substance mutagène. En gros, le test d’Ames est considéré comme positif si une substance augmente suffisamment le risque de mutation de l’ADN de la bactérie pour provoquer une différence quantifiable entre les révertants de la plaque mutagène et ceux de la plaque du groupe témoin. Un test d’Ames négatif signifie que le mutagène possible n’a pas provoqué d’augmentation des révertants et un test d’Ames positif signifie que le mutagène possible a augmenté le risque de mutation. Ces effets mutagènes sur les bactéries sont étudiés comme un indicateur possible des mêmes effets sur des organismes plus grands, comme les humains. Il est suggéré que si une mutation peut se produire dans l’ADN bactérien en présence d’un mutagène, le même effet pourrait se produire sur des organismes plus grands et provoquer un cancer. Un résultat négatif au test d’Ames pourrait suggérer que la substance n’est pas un mutagène et ne provoquerait pas la formation de tumeurs dans les organismes vivants. Cependant, seuls quelques produits chimiques ayant donné un résultat positif au test d’Ames ont été considérés comme insignifiants lorsqu’ils ont été testés sur des organismes plus grands, mais le test d’Ames positif pour les bactéries n’a toujours pas pu être lié de manière concluante à l’expression du cancer dans des organismes plus grands. Bien que cela puisse être un déterminant possible des tumeurs pour les organismes vivants, les humains, les animaux, et ainsi de suite, d’autres études doivent être complétées pour arriver à une conclusion.
Méthodes basées sur l’auxotrophie pour incorporer des acides aminés non naturels dans les protéines et les protéomesEdit
Un grand nombre d’acides aminés non naturels, qui sont similaires à leurs homologues canoniques en termes de forme, de taille et de propriétés chimiques, sont introduits dans les protéines recombinantes au moyen d’hôtes d’expression auxotrophes. Par exemple, des souches d’Escherichia coli auxotrophes en méthionine (Met) ou en tryptophane (Trp) peuvent être cultivées dans un milieu minimal défini. Dans ce dispositif expérimental, il est possible d’exprimer des protéines recombinantes dont les résidus Trp et Met canoniques sont complètement substitués par différents analogues apparentés supplémentés par le milieu. Cette méthodologie conduit à une nouvelle forme d’ingénierie des protéines, qui n’est pas réalisée par manipulation des codons au niveau de l’ADN (par exemple, mutagenèse dirigée par oligonucléotides), mais par réassignation des codons au niveau de la traduction des protéines sous une pression sélective efficace. Par conséquent, la méthode est appelée incorporation par pression sélective (SPI).
Aucun organisme étudié jusqu’à présent ne code d’autres acides aminés que les vingt canons ; deux acides aminés canoniques supplémentaires (sélénocystéine, pyrrolysine) sont insérés dans les protéines en recodant les signaux de terminaison de la traduction. Cette limite peut être franchie par l’évolution adaptative en laboratoire de souches microbiennes auxotrophes métaboliquement stables. Par exemple, la première tentative clairement réussie d’évolution d’Escherichia coli capable de survivre uniquement grâce à l’acide aminé non naturel thiénopyrrolyl) alanine comme seul substitut du tryptophane a été réalisée en 2015.
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