Bioréacteurs miniatures : pratiques actuelles et opportunités futures

Introduction

L’avènement de la biologie moléculaire et de la technologie de manipulation génétique au cours du dernier quart de siècle a eu un effet spectaculaire sur les industries pharmaceutiques/santé, un grand nombre des nombreuses applications de cette technologie étant basé sur la capacité de créer des lignées cellulaires recombinantes pour un bénéfice thérapeutique humain . Outre le développement de ces organismes génétiquement modifiés, il reste nécessaire d’améliorer la productivité du type sauvage, d’accélérer le dépistage des microbes nouvellement découverts et de poursuivre la progression des tâches connexes telles que l’amélioration des milieux de croissance et l’optimisation des processus. Traditionnellement, le développement de procédés de culture cellulaire a nécessité le criblage d’un grand nombre de lignées cellulaires dans des cultures en flacons agités, puis l’essai des candidats retenus dans des bioréacteurs de paillasse avant des études à l’échelle pilote. La nécessité d’effectuer un grand nombre de cultures de développement a entraîné l’avancement et le déploiement de plus en plus répandu de systèmes de bioréacteurs à petite échelle qui offrent une solution miniaturisée et HT pour le développement de processus.

Les principaux types de cellules utilisés pour produire des produits thérapeutiques sont les cellules bactériennes et les cellules de mammifères, chacune d’entre elles possédant des avantages et des limites uniques qui influencent le type de bioréacteur utilisé pour le développement de processus. Les cellules bactériennes sont généralement robustes et peu sensibles aux dommages causés par le cisaillement, ce qui signifie que l’on peut utiliser des systèmes d’impulseurs radiaux à fort cisaillement (par exemple, les turbines de Rushton) et des taux d’agitation élevés. Cela confère à ces bioréacteurs une grande capacité de transfert de masse, ce qui permet de supporter des cultures de cellules microbiennes à métabolisme rapide et à haute densité cellulaire et d’augmenter la quantité de produit que ces bioprocédés peuvent donner. Bien que les cellules de mammifères ne possèdent pas de paroi cellulaire protectrice et soient donc généralement plus sensibles au cisaillement et nécessitent une manipulation plus douce que leurs homologues bactériennes, la plupart des lignées cellulaires utilisées dans le commerce peuvent être cultivées dans des bioréacteurs à cuve agitée, moyennant des modifications de conception. Par exemple, des roues axiales de type marin à faible cisaillement peuvent être utilisées à la place des turbines de Rushton pour faire circuler doucement les cellules et les nutriments dans un environnement sans chicanes ; et des protecteurs de cisaillement tels que le sérum ou le Pluronic F-68 peuvent être ajoutés aux milieux de culture cellulaire .

En plus du développement de médicaments thérapeutiques, les RBM peuvent être utilisés pour le développement de milieux de croissance ; l’amélioration des souches par l’ingénierie métabolique ou l’évolution dirigée ; et ce que l’on appelle la prospection biologique de produits naturels – tous ces processus comportent une charge importante de bioréacteurs qui peut être allégée par l’utilisation de dispositifs miniatures HT. En particulier, les RBM peuvent réduire l’intensité de la main-d’œuvre et le coût des matériaux pour le grand nombre de cultures cellulaires nécessaires au développement des bioprocédés, en augmentant le niveau de parallélisme et le débit réalisable, ce qui suscite un intérêt croissant. Il est important que de tels dispositifs, lorsqu’ils sont utilisés pour le développement de processus, puissent être fiables pour imiter avec précision les bioréacteurs à l’échelle du laboratoire et à l’échelle pilote, de sorte que la cinétique de croissance et l’expression du produit – optimisées à l’échelle miniature – puissent être attendues à l’échelle quantitative.

Bien qu’ils soient sans aucun doute plus capables de fonctionner à l’échelle HT que les bioréacteurs conventionnels à l’échelle du laboratoire, les RBM sont généralement actuellement moins instrumentés et ont également des possibilités limitées d’échantillonnage hors ligne en raison des petits volumes utilisés (allant d’environ 0,1 ml à environ 100 ml) ; cela signifie qu’il existe actuellement un compromis entre le contenu d’informations en termes de qualité et de quantité de données disponibles à partir du bioréacteur obtenues par des mesures en ligne et hors ligne et le débit expérimental, illustré dans la figure 1. Étant donné qu’aucun dispositif n’a encore résolu tous les défis de la miniaturisation, c’est-à-dire imiter avec précision les conditions d’un processus à grande échelle tout en conservant l’ensemble des fonctionnalités des bioréacteurs conventionnels, les auteurs ont l’intention de passer en revue les développements actuels et d’indiquer ensuite les domaines dans lesquels la technologie est susceptible de progresser à l’avenir afin d’étendre les avantages actuels de la technologie HT et de réduire le fossé d’information qui existe actuellement entre les plateformes de bioréacteurs miniatures et de laboratoire. Cette revue a regroupé les différents RBM décrits sur la base de leur méthode d’agitation (c’est-à-dire secouage, agitation ou aspersion de gaz) en référence au type de bioréacteur conventionnel qu’ils imitent ou dont ils sont dérivés ; les spécifications et caractéristiques clés des dispositifs de culture cellulaire miniatures prototypes et commercialisés capables de fonctionner en parallèle sont résumées dans le tableau 1.

Systèmes de bioréacteurs agités miniatures

Les systèmes agités ont été utilisés dans les bioprocédés depuis les toutes premières tentatives de culture de cultures microbiennes productrices d’antibiotiques dans les années 1940. Ils sont encore largement utilisés dans l’industrie et le monde universitaire comme outil pour la découverte de médicaments ; l’optimisation des milieux, des souches et des produits ; et le développement de procédés . Ils comprennent de nombreux modèles et volumes différents, allant des shake flasks de centaines de millilitres jusqu’aux plaques de microtitration (MTP) de quelques microlitres de volume.

Shake flasks

Pendant les cinquante dernières années, les scientifiques ont utilisé la culture de cellules dans des shake flasks comme moyen de développement de processus à petite échelle, avec des volumes allant d’environ 10 ml à 500 ml . Les flacons à agitation se présentent sous différentes formes, peuvent être en verre ou en plastique et certains sont munis de chicanes pour faciliter l’aération et le mélange. Ils peuvent être agités à l’aide d’une agitation orbitale ou linéaire et peuvent être placés dans une armoire à température contrôlée. Les facteurs qui influent sur les cultures en shake flask sont la taille du récipient, le volume de remplissage, le matériau de construction, la géométrie des déflecteurs, la fréquence d’agitation et le type de bouchon utilisé pour sceller le récipient. Büchs affirme qu’on estime que les flacons à secousses sont utilisés pour plus de 90 % de toutes les expériences de culture dans l’industrie et le monde universitaire, et qu’ils permettent de cultiver un large éventail de micro-organismes, tels que des bactéries, des champignons et des levures, ainsi que des cellules de mammifères. Il est facile de comprendre pourquoi ils sont si largement utilisés : ils constituent un moyen peu coûteux et efficace de réaliser de manière reproductible de nombreux types de cultures cellulaires à usage industriel pour le développement de procédés. De plus, ils sont faciles à utiliser et largement insensibles aux complications mécaniques. Pendant la majeure partie de leur longue période d’utilisation, la technologie n’a subi que peu de modifications significatives, sans surveillance en ligne des cultures, ni ajouts et échantillonnages manuels. Ce n’est que récemment qu’ont été introduits les shake flasks instrumentés, conçus pour mesurer et potentiellement contrôler en ligne le pH et les niveaux de DOT. Le pH et l’oxygène dissous peuvent être mesurés à l’aide d’un colorant à l’oxyde de ruthénium qui émet une fluorescence quantifiable en présence d’ions hydrogène ou d’oxygène respectivement lorsqu’il est excité par une lampe LED. Ce colorant peut être soit incorporé dans un patch et collé à l’intérieur d’un flacon, soit appliqué sur l’extrémité d’une sonde à fibre optique et immergé dans la culture concernée. D’autres paramètres peuvent désormais être mesurés en ligne, notamment la vitesse de transfert de l’oxygène (OTR) et la vitesse de dégagement du dioxyde de carbone (CER), dont on peut déduire le quotient respiratoire (RQ). La surveillance en ligne de ces paramètres permettrait de mettre en œuvre des stratégies de culture cellulaire plus sophistiquées, comme l’alimentation en substrat en fonction des changements de pH du bouillon de culture dus au métabolisme cellulaire. En outre, Akgün et al. ont récemment mis au point un nouveau système de flacons agités capable de fonctionner en continu, ce qui accroît la portée du développement parallèle de bioprocédés à l’aide de systèmes agités.

Cependant, une limitation majeure des flacons agités est leur dépendance à l’égard de l’aération de surface, ce qui entraîne un transfert d’oxygène réduit par rapport aux réacteurs à réservoir agité (STR). Wittmann et al. ont rapporté des valeurs globales de coefficient de transfert de masse volumétrique (kLa) allant jusqu’à 150 h-1 dans des flacons à agitation. Des valeurs de kLa de 151 h-1 (600 ml, 200 rpm) à 277 h-1 (100 ml, 200 rpm) ont été enregistrées dans un nouveau système de flacon à agitation en forme de boîte développé par Kato et Tanaka, qui sont suffisamment élevées pour effectuer la plupart des cultures cellulaires par lots sans inhiber la croissance microbienne. Ces chercheurs ont incorporé des membranes perméables au gaz dans les coins supérieurs de leurs prototypes de flacons, ce qui a permis un écoulement plus efficace du gaz dans le récipient pendant l’agitation, surmontant ainsi le problème rencontré dans les flacons à agitation classiques, qui consiste à introduire davantage d’air dans le système de manière stérile. Pour les cultures où la demande en oxygène est élevée, l’introduction de déflecteurs peut augmenter l’OTR à des fréquences d’agitation plus faibles ; cependant, les vitesses élevées peuvent entraîner des éclaboussures excessives qui peuvent bloquer le bouchon perméable au gaz (souvent fait de coton) au sommet du flacon par saturation du liquide. Il a été démontré qu’une telle obstruction réduisait considérablement la capacité de transfert d’oxygène du système, ce qui pouvait poser des problèmes si un aérobie à respiration rapide était cultivé. La privation d’oxygène pourrait ralentir le taux de croissance, altérer les taux de formation de la production et/ou générer des sous-produits toxiques indésirables, par exemple la formation d’acétate par Escherichia coli .

Plaques de microtitre

Les PMT (également appelées plaques de micropuits) ont été introduites pour la première fois en 1951 comme plateforme pour les tests de diagnostic et sont encore largement utilisées dans les sciences de la vie . Elles traitent des tests de diagnostic tels que les tests immuno-enzymatiques qui tirent parti de la possibilité d’effectuer de nombreuses réactions identiques en parallèle et à très petite échelle. C’est cet avantage qui a conduit à l’utilisation des MTP comme bioréacteurs agités miniatures au stade de l’évaluation des lignées cellulaires dans le cadre du développement de procédés. Les plaques sont généralement fabriquées en plastique, bien qu’il existe des versions en verre et en métal. Le mélange peut être réalisé par aspiration à l’aide d’une pipette ou de barres d’agitation à agitation magnétique ; cependant, l’agitation orbitale de la plaque entière sur un bloc chauffant capable de contrôler la température de la culture est de loin la méthode la plus courante. Le nombre de puits contenus dans les MTP est généralement de 6, 12, 24, 96 et 384, avec jusqu’à 1536 et 3456 puits maintenant disponibles pour le criblage à ultra haut débit (UHTS) . Les puits peuvent être rectangulaires ou cylindriques, les géométries carrées favorisant le mélange et le transfert d’oxygène en imitant l’action des chicanes. Les plaques à fond carré agissent de manière similaire en limitant le tourbillonnement du liquide à l’intérieur du puits et en augmentant ainsi la turbulence du système. En raison de l’augmentation de la surface causée par une plus grande dissipation du liquide sur les côtés de chaque micropuits et de l’augmentation de la force motrice pour l’oxygène causée par un meilleur mélange, l’OTR est proportionnel à l’amplitude et à la fréquence de l’agitation, donc l’augmentation de ces paramètres peut être bénéfique . En outre, Hermann et al. ont signalé que l’OTR est inversement proportionnel au volume de remplissage, en particulier à des fréquences d’agitation plus élevées. Cependant, il y a un point au-delà duquel toute augmentation de l’agitation entraîne un déversement du liquide de traitement (à moins que le puits ne soit bouché – ce qui pose ses propres problèmes, avec un transfert d’oxygène réduit dans le puits). Comme pour les flacons agités, la capacité de transfert d’oxygène relativement faible des MTP (valeurs kLa allant jusqu’à 200 h-1 dans les plaques à 96 puits) provient du fait qu’il s’agit de systèmes agités et que le transfert de masse repose sur l’aération de surface. En revanche, Kensey et al. ont rapporté des valeurs de kLa utilisant la méthode d’oxydation au sulfite allant jusqu’à 1600 h-1 dans une MTP de 48 puits, de géométrie standard, avec un jet orbital de 3 mm à 1400 rpm en utilisant un volume de remplissage de 300 μl, ce qui est comparable aux STR conventionnels. En utilisant une constante de proportionnalité calculée, cette équipe a pu relier la capacité de transfert d’oxygène obtenue par une méthode chimique à des milieux biologiques.

Il existe également des méthodes pour déterminer le kLa à petite échelle qui fournissent des données directement comparables aux valeurs obtenues dans des conditions de procédé. Par exemple, Duetz et al. et Doig et al. ont estimé le kLa par bilan massique dans des conditions de limitation d’oxygène à partir de la croissance linéaire de Pseudomonas putida dans un MTP et de Bacillus subtilis dans un prototype de réacteur à colonne à bulles miniature (MBCR) respectivement. En outre, la méthode de dégazage dynamique est souvent préférable à la méthode d’oxydation au sulfite pour la détermination des valeurs de kLa car elle est généralement réalisée dans l’eau . Ce système est donc coalescent et, sans être identique aux milieux biologiques, il est plus représentatif des conditions de culture des cellules que les conditions totalement non coalescentes de la méthode au sulfite de sodium. Cependant, cette technique est difficile à utiliser dans les MTP car l’agitation doit souvent être arrêtée avant la mesure du DOT afin d’obtenir des lectures précises, ce qui modifie l’environnement de transfert de masse à un moment critique. En raison des problèmes liés à l’utilisation de méthodes établies pour la détermination du kLa dans les MTP, nous avons récemment développé une nouvelle méthode basée sur la bio-oxydation du catéchol par l’enzyme catéchol-2,3-dioxygénase. Cette méthode a donné des valeurs de kLa similaires à celles de la méthode de dégazage dynamique et, comme elle est rapide et ne nécessite aucune hypothèse sur la cinétique, nous pensons que cette méthode est bien adaptée à l’évaluation du kLa dans les MTP et autres dispositifs à petite échelle.

Les MTP souffrent également dans une certaine mesure de la caractéristique même qui les rend attrayants en tant que dispositif à haut débit – les petits volumes – parce que l’évaporation peut éliminer une proportion significative du fluide dans le puits . Des membranes respirantes peuvent être placées sur le dessus des plaques pour limiter cette évaporation, mais les capacités de transfert d’oxygène sont alors réduites. Zimmermann et al. ont fait état d’une membrane qui a atteint un degré modéré de rétention d’eau et de transfert d’oxygène ; cependant, les valeurs de kLa ont été réduites d’un facteur cinq, ce qui exacerbe encore le problème de la faible capacité de transfert d’oxygène inhérente aux systèmes agités. Bien que l’évaporation soit un problème potentiel dans tous les BRM, les PTM semblent être plus sensibles à ce phénomène car ils utilisent généralement les plus petits volumes de traitement. Les MTP de 3456 puits offrent le débit le plus élevé de tout dispositif de culture cellulaire miniature disponible, et il a été démontré quantitativement pour soutenir la croissance des cellules ovariennes de hamster chinois (CHO) , bien qu’un tel volume de traitement minuscule (1 – 2,2 μl) signifie que ce dispositif ne serait probablement pas en mesure d’imiter les mécanismes par lesquels les plus grands navires secoués fonctionnent ; par exemple, les effets de tension de surface s’étendent à travers le puits, limitant sévèrement la capacité de mélange. En outre, aucun retrait du milieu pour un échantillonnage hors ligne ne serait possible.

Bien que les MTP soient largement utilisés dans la recherche de découverte, ils ont souffert d’un manque d’instrumentation de la même manière que les flacons agités, limitant la gamme de données qui peuvent être collectées. Cependant, des techniques ont récemment été développées pour mesurer le pH et le DOT dans ces systèmes. Par exemple, Lye et ses collègues ont étudié l’effet du contrôle du pH sur le rendement de la biomasse et la cinétique de croissance d’une bactérie filamenteuse dans un MTP. Malgré certaines des limites inhérentes aux MTP lors de la réalisation de cultures cellulaires, des progrès ont été réalisés dans la caractérisation du mélange, du transfert de masse et de l’instrumentation de ces récipients, ce qui signifie que les avantages uniques de ces dispositifs en termes de potentiel d’automatisation et de capacité HT intrinsèque conduisent à leur utilisation croissante en tant que MBR de premier stade.

Tubes à centrifuger

Le développement de procédés de culture de cellules de mammifères à petite échelle au stade précoce a traditionnellement été effectué dans des flacons T et des bioréacteurs à petite échelle (souvent des flacons à centrifuger, généralement d’un volume de 500 ml) . Bien qu’il s’agisse au départ de dispositifs largement indéfinis, des travaux ont été réalisés pour caractériser l’environnement technique des flacons à centrifuger, ce qui a facilité leur utilisation comme récipients à échelle réduite. Il n’en reste pas moins que leur volume relativement important les rend non viables en tant que technologie HT, ce qui signifie qu’il existe un réel besoin de bioréacteurs miniatures à utiliser conjointement avec des cellules de mammifères pour des cultures cellulaires parallèles. Récemment, des tubes à centrifuger ont été développés et utilisés comme outil de développement de processus à petite échelle pour la culture de cellules de mammifères. Les tubes à centrifuger décrits pour la première fois par De Jesus et al. semblent offrir plusieurs avantages par rapport aux flacons à centrifuger, comme un volume de traitement plus petit. Ils ont depuis été commercialisés par ExcellGene SA (Valais, Suisse) sous le nom de TubeSpin Satellites. Ces récipients de culture consistent en des tubes de centrifugation modifiés de 50 ml montés sur un agitateur orbital rotatif placé dans un incubateur. Les volumes de culture sont de 5 ml à 35 ml par réacteur et l’analyse hors ligne est effectuée en utilisant des tubes entiers sur une base sacrificielle. Ce système ne dispose pas de l’instrumentation nécessaire pour réaliser des cultures de cellules de mammifères entièrement caractérisées ; cependant, il constitue un outil utile pour l’optimisation des milieux et l’amélioration de la productivité et confère au développement de la culture cellulaire un aspect à haut débit, les développeurs de ce système faisant état de la capacité de traiter 1000 cultures différentes par semaine. Le volume relativement important et les faibles taux d’évaporation trouvés dans ce dispositif sont des atouts lorsqu’il s’agit de cellules de mammifères à croissance lente, où les cultures peuvent durer plusieurs jours, cependant il faut souligner qu’aucune caractérisation technique du mélange et du transfert de masse n’a été effectuée dans ce système et que les tubes à centrifuger sont donc largement utilisés pour des applications de dépistage.

Systèmes de bioréacteurs agités miniatures

Les bioréacteurs agités miniatures (MSBR) basés sur des STR conventionnels ont été développés comme une alternative aux systèmes MBR agités pour le développement de processus à un stade précoce et la caractérisation des cellules. En général, ces dispositifs sont calqués sur les bioréacteurs de laboratoire et offrent donc un plus grand potentiel de surveillance et de contrôle que les autres plateformes de bioréacteurs miniatures. Ils ont généralement un volume de traitement intermédiaire entre les MTP et les flacons à secousses et les matériaux de construction varient considérablement, Perspex, Pyrex, poly-méthacrylate de méthyle (PMMA) et acier inoxydable étant tous utilisés. La figure 2 illustre notre prototype de MSBR de 18 ml de volume utile, construit en acier inoxydable et en Pyrex et équipé de sondes optiques pour mesurer le pH et le DOT en ligne. Ce récipient a été caractérisé en termes d’efficacité de mélange et de capacité de transfert d’oxygène. Il s’est avéré capable d’imiter les STR conventionnels dans les cultures de cellules à rhéologie, sensibilité au cisaillement et demande en oxygène variables (c’est-à-dire la bactérie filamenteuse Saccharopolyspora erythraea produisant de l’érythromycine et E. coli recombinant produisant de l’ADN plasmidique et un fragment d’anticorps respectivement). Le dispositif a pu cultiver avec succès une gamme d’organismes grâce à ses valeurs kLa relativement élevées (480 h-1 à 7000 rpm en utilisant la méthode de dégazage dynamique) et à ses temps de mélange courts (4,8 s à 7000 rpm – plus de deux fois plus rapide qu’un récipient de 7 L à puissance spécifique égale). Les taux élevés de transfert d’oxygène ont favorisé la croissance d’organismes respirant rapidement (E. coli), tandis qu’un mélange efficace a permis au récipient de maintenir des conditions homogènes lorsqu’il s’agissait de bouillons de fermentation visqueux – souvent rencontrés lors de la croissance d’organismes filamenteux. Le taux d’agitation peut également être contrôlé de façon très précise, ce qui permet d’éviter d’endommager les organismes mycéliens sensibles au cisaillement par une puissance excessive. En outre, la consommation d’énergie gazeuse de la cuve a été mesurée, ce qui a permis de calculer la puissance de l’hélice sur une large gamme de conditions de fonctionnement et donc de réduire de manière fiable les cultures de cellules sur la base d’une puissance spécifique égale. Bien que ce MSBR soit un prototype, il serait possible de multiplexer un tel dispositif afin d’obtenir un débit plus élevé.

En assurant une agitation et une aération active de la cuve, des taux de transfert de masse proches d’un STR conventionnel à l’échelle du laboratoire ont été rapportés pour d’autres MSBR dans la littérature. Par exemple, Lamping et al. ont rapporté des valeurs de kLa de 360 h-1 à 1 VVM et 3000 rpm en utilisant la méthode de dégazage dynamique dans un prototype de MSBR de conception similaire à celui présenté à la figure 2. En outre, la même équipe a réussi à modéliser le transfert d’oxygène dans un prototype de bioréacteur miniature en utilisant l’analyse de la dynamique des fluides computationnelle (CFD), qui était basée sur les paramètres d’ingénierie pertinents du champ de vitesse, de la taille des bulles, de la rétention de gaz et des taux de dissipation d’énergie à l’intérieur du RBM.

Puskeiler et al. ont récemment rapporté des valeurs de kLa de plus de 700 h-1 (volume de 12 ml) et aussi élevées que 1600 h-1 (volume de 8 ml) pour un MSBR agité à 2300 rpm. Ce système utilise une nouvelle hélice d’induction de gaz qui se traduit par une capacité de transfert d’oxygène très élevée. Dans cette étude, la méthode de dégazage dynamique a été employée pour mesurer kLa, bien que des conditions non coalescentes aient été utilisées, ce qui rend difficile la comparaison directe avec les valeurs des milieux de culture cellulaire ou des fluides coalescents. Dans le même article, la capacité du système à soutenir des cultures cellulaires par lots a été décrite, ce qui illustre le potentiel des technologies de bioréacteurs miniatures pour soutenir de telles stratégies industrielles importantes. En outre, la faisabilité de la surveillance et du contrôle en ligne a été démontrée. Le dispositif décrit dans ce rapport, conçu en association avec H+P Labortechnik AG (Oberschleissheim, Allemagne) est une unité intégrée (« bloc bioréacteur ») capable de supporter jusqu’à 48 cultures de cellules simultanément. Un système intégré de manipulation des liquides a permis de mesurer le pH en ligne avec une fréquence d’une heure en distribuant des échantillons de 20 μl dans des MTP disponibles dans le commerce contenant des patchs de pH apposés. Huit minutes plus tard, le même système d’échantillonnage de liquides a ensuite ajusté le pH en utilisant du NaOH 4 M. Si l’utilisation de la manipulation automatisée des liquides pour contrôler le pH est une solution soignée, les auteurs reconnaissent qu’elle peut être peu pratique si elle est utilisée avec des organismes sensibles qui nécessitent un ajustement du pH plus réactif. Cependant, le rapport indique qu’un système de surveillance amélioré est en cours de développement avec des partenaires industriels pour fournir une surveillance plus fréquente qui pourrait augmenter le nombre de fermentations simultanées pouvant être surveillées efficacement. Le DOT a été mesuré dans le système à l’aide d’un bloc de capteurs prototype avec des sondes optiques, bien que seuls 8 réacteurs sur les 48 cuves de culture aient été surveillés simultanément . Un tel dispositif peut également être intégré à un équipement robotique standard pour effectuer des tâches de manipulation de liquide telles que l’inoculation, l’alimentation et l’échantillonnage .

Utilisant une approche différente Fluorometrix Corporation (Stow, Massachusetts, USA) a développé une construction MSBR à plusieurs vaisseaux appelée Cellstation®. Ce RBM utilise la technologie optique pour permettre la surveillance en ligne in situ de jusqu’à 12 cultures parallèles pour le pH , le DOT et la densité optique (OD) et l’agitation est assurée par des roues à aubes doubles. Chaque récipient a un volume de travail allant jusqu’à 35 ml et est attaché à un carrousel qui tourne permettant à tous les récipients d’être échantillonnés et surveillés séquentiellement. Le système de capteurs optiques a été validé en montrant la cohérence des capteurs de pH et d’oxygène sur une période de 70 heures dans un processus de culture de cellules de mammifères. En outre, le groupe de recherche de Rao à l’Université du Maryland qui a des liens étroits avec la société a récemment publié les détails de deux systèmes prototypes MSBR à 24 puits qui améliorent encore le débit de cette technologie .

Parallèlement à ces développements MSBR, Dasgip AG (Jülich, Allemagne) a introduit le Stirrer-Pro Flask, qui fait partie de sa série de culture cellulaire Fedbatch-Pro®, qui comprend jusqu’à 16 récipients de culture (volume de travail 200-275 ml) et offre une capacité de transfert d’oxygène par agitation, ainsi qu’une capacité d’alimentation par lots. Le pH et le DOT peuvent être surveillés à l’aide de sondes standard stérilisables et contrôlés indépendamment pour chaque récipient par des ajouts automatiques de liquide acide/base et par la variation du débit d’air/agitation respectivement. L’ajout de substrat peut être lié à des points de déclenchement de DOT ou de pH, ce qui permet d’obtenir une capacité d’alimentation en lots entièrement automatisée. La combinaison de l’agitation mécanique (entre 10 et 1000 rpm) et du barbotage de gaz indique que ce système est capable de supporter des cultures bactériennes à croissance rapide jusqu’à une densité cellulaire élevée et serait donc utile pour le développement de tels bioprocédés. Cependant, le volume de travail utilisé est relativement important par rapport à la plupart des autres systèmes étudiés et la mise en place est compliquée par la présence d’un grand nombre de tubes et de fils pour les ajouts et les mesures. Une variante de ce système contenant jusqu’à 16 flacons à agitation équipés de sondes de pH a également été développée, permettant une alimentation intermittente et un contrôle du pH en parallèle.

Comme une alternative plus petite aux STR à l’échelle du laboratoire capables de fonctionner en parallèle, comme le système Sixfors® développé par Infors AG (Bottmingen, Suisse), les chercheurs de l’University College London, en association avec l’entreprise de bioréacteurs BioXplore du groupe HEL (Barnet, Royaume-Uni) ont développé et caractérisé un système MBR à 4 – 16 chambres avec un contrôle entièrement intégré et automatisé du DOT et du pH. Bien que chaque cuve ait un volume de travail maximum de 100 ml, se situant ainsi vers l’extrémité supérieure de la technologie MSBR, le développement d’un logiciel autonome pour surveiller de tels bioréacteurs est un pas vers la dotation des MBR avec le même degré de contrôle et d’automatisation qui existe avec les bioréacteurs conventionnels.

Réacteurs à colonne à bulles miniatures

Les colonnes à bulles utilisent le barbotage de gaz au lieu de l’agitation comme moyen de promouvoir le mélange et le transfert de masse d’oxygène pour la culture cellulaire. Comme alternative aux dispositifs agités ou secoués, nous avons développé un réacteur à colonne à bulles miniature (MBCR) qui est basé sur un MTP avec des membranes poreuses (frittes) agissant comme la base entière à chaque puits individuel . L’air traverse la fritte et s’écoule à travers chaque puits, fournissant de l’oxygène à chaque culture en croissance. À condition que chaque fritte soit fabriquée selon des spécifications élevées et présente un degré de porosité identique, le débit de chaque colonne est égal et peut être calculé. Cela évite que la variance du débit d’air n’affecte artificiellement les résultats.

Doig et al. détaillent la construction et la caractérisation d’un prototype de MBCR à 12 puits capable de supporter la culture aérobie de cultures de Bacillus subtilis, chaque colonne ayant un volume de travail de 2 ml. Des valeurs de kLa ont été rapportées jusqu’à 220 h-1 en utilisant la méthode de dégazage dynamique à une vitesse superficielle du gaz de 0,02 ms-1. L’un des avantages de ce type de dispositif est que, contrairement à un MTP, l’aération se fait par barbotage direct. Cela a pour effet d’augmenter la capacité de transfert de masse d’oxygène du système par rapport à une MTP, car le barbotage augmente la surface disponible pour le transfert de masse gaz-liquide par rapport à l’aération de surface seule. Bien que certaines données kLa pour les MTP détaillées dans cette revue soient substantiellement plus élevées que les valeurs MBCR mesurées, il faut souligner que beaucoup des valeurs MTP ont été obtenues dans des conditions plutôt artificielles conçues pour maximiser le transfert d’oxygène, alors que les valeurs kLa pour le MBCR présentées ci-dessus seraient reproductibles dans des conditions de culture cellulaire.

En plus d’une grande surface disponible pour le transfert d’oxygène, l’absence d’agitation dans les MBCR signifie que l’apport d’énergie, et donc le transfert d’oxygène, est plus facile à modéliser que dans les STR car il y a moins de paramètres à prendre en compte, la vitesse du gaz superficiel et la distribution de la taille des bulles étant des paramètres clés dans la mise à l’échelle/réduction des colonnes à bulles . En outre, le dispositif est stationnaire, par opposition à l’agitation, ce qui facilite l’instrumentation, car l’agitation de la plupart des systèmes MTP doit être arrêtée avant de pouvoir effectuer des mesures dans un lecteur de plaques. La simplicité mécanique associée à un transfert d’oxygène potentiellement élevé et à la facilité d’échantillonnage font que les MBCR conviennent à la culture cellulaire parallèle. Cela peut servir, entre autres, à l’amélioration des milieux ou des souches et au développement de procédés à un stade précoce. Les MBCRs pourraient également être utilisés pour imiter et prédire les performances des réacteurs à grande échelle. À cet égard, nous avons récemment démontré une bonne corrélation entre le taux de transfert d’oxygène et la consommation d’énergie volumétrique (P/V) pour des colonnes à bulles miniatures (2 ml) et à l’échelle du laboratoire (100 ml) utilisant des diffuseurs de gaz avec la même taille de pores, ce qui permet de prédire kLa en fonction de P/V . Dans le même travail, nous avons également montré une performance de culture cellulaire comparable en utilisant la MBCR par rapport à une STR à l’échelle du laboratoire basée sur des valeurs de kLa égales. Ces résultats indiquent le potentiel du MBCR en tant que dispositif à échelle réduite. Ce prototype de MBCR n’était pas instrumenté, bien que dans des travaux ultérieurs nous ayons équipé ce dispositif de patchs de fluorescence optique et l’ayons utilisé pour mesurer le DOT pendant les cultures de cellules. La température a pu être contrôlée en reliant le dispositif à un bain-marie et en faisant circuler de l’eau à température contrôlée dans l’espace clos entre les colonnes (voir figure 3). Des MBCRs similaires ont été développés précédemment par d’autres ; cependant, ces récipients utilisent des volumes d’environ 200 ml et sont donc deux ordres de grandeur plus grands que le dispositif décrit par Doig et al, ce qui limite le degré d’opération parallèle réalisable.

Autres dispositifs miniatures

Utilisant le concept d’une plaque de capteurs intégrés, MicroReactor Technologies (Mountain View, CA, USA) ont développé un système de culture cellulaire hybride basé sur une MTP de 24 puits secouée et à chicanes avec une configuration de puits qui permet un transfert de chaleur uniforme à travers la plaque. Le volume de travail suggéré pour chaque puits varie de 3 à 5 ml et l’air est introduit dans la phase liquide par barbotage à travers des sinters situés à la base de chaque puits, ce qui augmente la capacité de transfert d’oxygène par rapport aux systèmes agités de conception similaire. Ce dispositif de culture récemment commercialisé (sous licence en Europe par Applikon Biotechnology AB, Pays-Bas) est instrumenté à l’aide de sondes à fibres optiques pour surveiller en ligne le DOT et le pH dans tous les puits simultanément. Le dispositif permet également un contrôle indépendant de la température, du DOT, du pH (via l’injection de gaz) et du débit d’air pour les 24 puits. Le dispositif résout l’un des problèmes fondamentaux rencontrés avec les dispositifs HT basés sur la technologie MTP – à savoir comment adapter l’instrumentation à tous les puits contenus dans la plaque – en fixant tous les patchs de capteurs à la base de chaque puits, puis en plaçant l’ensemble de la plaque sur une plateforme d’incubation vibrante dotée de circuits d’instrumentation intégrés, ce qui permet de contrôler indépendamment chaque puits. La principale application sera probablement les premières étapes du développement du processus (par exemple, la sélection des souches et l’optimisation du milieu). Aucune donnée n’est encore disponible publiquement sur la caractérisation technique du mélange et du transfert d’oxygène et la comparaison des performances de culture avec les données des bioréacteurs à l’échelle du laboratoire.

Il y a eu des développements récents visant à réduire l’échelle des RBM à des volumes de traitement inférieurs au millilitre. Bien que ces systèmes miniatures offrent les plus grandes possibilités d’application HT, il existe une limite pratique à la réduction des volumes de culture. Les dispositifs qui utilisent un volume de traitement trop petit peuvent se trouver dans l’impossibilité d’effectuer des cultures avec une surveillance et un échantillonnage suffisants. Bien que l’OD, le DOT et le pH puissent être surveillés en ligne, d’autres paramètres critiques tels que la concentration du substrat et le rendement du produit ne le sont souvent pas ; cependant, il peut être possible de contourner ce problème pour certains processus en incorporant des marqueurs tels que la protéine fluorescente verte dans le produit . L’évaporation peut devenir un problème important dans de tels volumes de culture extrêmement petits si l’on travaille avec de longs processus de culture de bactéries et de cellules de mammifères ; de plus, étant donné le volume extrêmement petit du processus, il serait techniquement difficile de contrôler avec précision le pH par l’ajout de liquide. Néanmoins, l’échelle de fonctionnement représente une avancée radicale dans la conception des MBR et augmente considérablement leur utilisation potentielle pour la culture cellulaire parallèle HT.

À cet égard, le groupe de recherche de Jensen au MIT a développé un prototype de MBR submillilitre qui a été modifié et étendu à un système multiplexé capable d’effectuer huit cultures de micro-cellules instrumentées avec des volumes de travail de 150 μl . En utilisant des méthodes de microfabrication standard, les puits de culture en PMMA et en poly(diméthylsiloxane) (PDMS) sont immobilisés sur une base en aluminium contenant tous les éléments du capteur et le transfert d’oxygène est permis par diffusion à travers une membrane perméable aux gaz et des agitateurs magnétiques capables de contrôler l’agitation individuellement à chaque réacteur respectivement. Le DOT, le pH et la DO peuvent être surveillés en ligne à l’aide de sondes optiques. Le groupe a rapporté que le dispositif peut soutenir les cultures par lots d’E. coli, mais que le DOT est tombé à 0 % après 2 ou 3 heures, ce qui pourrait être dû à une limitation de l’oxygène. Ceci est probable si l’on considère que la valeur maximale de kLa mesurée dans ce BRM n’était que de 75 h-1. Néanmoins, les auteurs ont démontré que le comportement de croissance était comparable à celui obtenu en utilisant une gamme de dispositifs de culture cellulaire plus grands. Le même groupe de recherche a également détaillé l’analyse de l’expression génique des puces à ADN d’E. coli cultivé dans un MBR de 50 μl. Ce travail marque une réelle avancée dans le développement de la MBR car il ne montre pas seulement la preuve du principe, mais permet également une analyse hautement parallèle de l’expression des gènes et pourrait être utilisé pour améliorer la compréhension de la physiologie cellulaire pendant la culture en utilisant une approche au niveau des systèmes . Maharbiz et al. ont rapporté le développement d’un dispositif basé sur un réseau combinant des réacteurs à micropuits avec une technologie de microfabrication en silicium, capable de prendre en charge la culture d’E. coli dans huit puits de 250 μl simultanément. Comme pour le réacteur MIT (décrit ci-dessus), les puits étaient situés sur une plaque de base contenant des capteurs pour les mesures de pH et de DO (le DOT n’a pas été mesuré, mais les auteurs affirment que cela serait faisable). L’oxygène était généré électrochimiquement dans chaque culture et l’agitation était assurée par une bille en acier inoxydable qui mélangeait la culture, dispersant l’oxygène et brisant la mousse de surface. Cependant, cette équipe de recherche n’a pas fourni de données comparatives à l’échelle du banc permettant de déterminer si la mise à l’échelle serait possible à partir d’un tel dispositif.

Un autre système commercial pour le fonctionnement HT a été développé par Bioprocessors Corp. (Woburn, MA, USA). Ce dispositif de culture cellulaire (appelé SimCell®) est capable de faire fonctionner et de contrôler indépendamment jusqu’à 1500 cultures, ce qui permet d’utiliser des méthodes de conception expérimentale factorielle complète pour l’optimisation du processus. Ce dispositif « réacteur sur puce » est basé sur une conception microfluidique avec une membrane perméable aux gaz permettant le transfert d’oxygène et le mélange est assuré par la rotation des puces du réseau de micro-bioréacteurs dans des incubateurs à environnement contrôlé utilisant de l’air humidifié pour minimiser l’évaporation. Ce système peut être hautement automatisé et est intégré à un robot pour le transfert des plaques d’un incubateur à une station de détection pour la mesure du pH, du DOT et de la densité cellulaire, ainsi qu’à une station fluidique où les ajouts de milieux pour le fonctionnement en lots alimentés et d’acide/base pour le contrôle du pH peuvent être effectués. Les volumes dans chaque réacteur vont d’environ 300 μl à environ 700 μl selon l’application (cellules microbiennes ou mammifères) et chaque réacteur peut fonctionner en mode batch, fed-batch ou perfusion. Il a été démontré que le dispositif supporte les cultures d’E. coli et de levure, donnant des cinétiques de croissance comparables à celles obtenues avec des STR conventionnels. La société a également décrit la croissance de cellules CHO sans limitation d’oxygène à haute densité cellulaire et a utilisé des simulations de dynamique des fluides computationnelle (CFD) pour montrer comment l’environnement physique observé dans les bioréacteurs à pales à grande échelle a été recréé. kLa dans le système a été modélisé par CFD et estimé entre 60 et 500 h-1, des valeurs similaires à celles trouvées dans les flacons à agitation et les STR sous-optimaux .

Les RBM comme outil de mise à l’échelle

Il convient de noter que tous les systèmes miniatures de culture cellulaire ne sont pas conçus pour la mise à l’échelle/la mise à l’échelle des bioprocédés existants ; il a été mentionné dans cette revue comment ces dispositifs peuvent être utilisés pour de nombreuses applications telles que l’évaluation des organismes recombinants/de type sauvage à un stade précoce, l’amélioration des souches et le développement de milieux de croissance. Cependant, les systèmes miniatures utilisés dans les étapes ultérieures du développement du processus, par exemple pour l’optimisation des opérations et des conditions de culture, doivent pouvoir être mis à l’échelle. C’est pourquoi il est essentiel d’explorer les méthodes empiriques bien établies, fréquemment utilisées dans l’industrie pour passer des procédés de paillasse aux navires de production, afin de voir si elles peuvent être utilisées pour passer des RBM à l’échelle supérieure. Ces méthodes éprouvées comprennent la mise à l’échelle sur la base de la puissance gazeuse par unité de volume, la vitesse de l’extrémité de l’agitateur, le DOT constant, la capacité de transfert de masse d’oxygène (kLa) ou le temps de mélange. Cependant, il n’existe pas d’approche « taille unique » et il faut donc souligner qu’aucune base d’équivalence ne peut être appliquée universellement à tous les BRM. Aucun des systèmes détaillés dans cette étude ne pourrait utiliser toutes les méthodologies établies de mise à l’échelle/réduction décrites ci-dessus. Par exemple, il est difficile d’obtenir une valeur constante de DOT dans les systèmes à agitation par rapport aux STR classiques, car l’absence d’agitation mécanique (et de barbotage – dans le cas des systèmes à base de PGM) signifie que le contrôle des niveaux de DOT au-dessus d’un niveau critique dans ces dispositifs est techniquement très difficile. Cette caractéristique particulière n’est pas en soi un problème tant que les cellules cultivées ont une croissance suffisamment lente (soit naturellement, soit par l’utilisation d’un milieu de croissance faible et/ou en opérant à une température non propice à un taux de croissance maximal), mais elle limite l’utilisation de ces systèmes pour réaliser de nombreux processus à haute densité cellulaire impliquant des micro-organismes à croissance rapide et à forte demande en oxygène.

Une indication du critère de réduction d’échelle à utiliser pour un bioprocédé particulier (et donc une indication de la plateforme de miniaturisation à privilégier pour ce procédé) peut être obtenue en examinant les caractéristiques des cellules et les conditions de procédé du bioprocédé en question. Pour un organisme à croissance rapide tel que E. coli ou Bacillus subtilis, c’est généralement le transfert d’oxygène qui devient limitant, tandis que la contrainte de cisaillement n’est pas susceptible d’être un problème majeur ; par conséquent, la réduction d’échelle d’une telle culture cellulaire pourrait être conçue sur la base d’une puissance d’entrée spécifique égale, ou sur la base d’un kLa égal. Cependant, pour choisir un kLa égal, il faut être capable d’estimer avec précision la puissance absorbée par le bioréacteur miniature. Les travaux réalisés à l’UCL dans un MBR de 10 ml confirment les travaux antérieurs de Bujalski et al. qui ont montré que la puissance de la roue diminue en même temps que le diamètre du vaisseau. Il est donc important de ne pas utiliser les nombres de puissance des impulseurs à l’échelle conventionnelle pour l’estimation de la puissance absorbée dans les MBR, car cela pourrait conduire à une limitation de l’oxygène des microbes à respiration rapide en surestimant la puissance transférée au système.

Un défi particulier est la croissance des organismes filamenteux en raison de leur morphologie complexe. Les bouillons de fermentation contenant de tels organismes ont une viscosité relativement élevée et nécessitent un apport d’énergie supplémentaire afin de maintenir un mélange et un transfert de masse adéquats. En outre, les organismes filamenteux sont beaucoup plus gros que les bactéries unicellulaires et peuvent être plus sensibles aux dommages causés par le cisaillement. Par exemple, Heydarian et al. ont rapporté que la longueur moyenne des hyphes de la bactérie Saccharopolyspora erythraea, productrice d’érythromycine, dépassait la micro-échelle de Kolmogorov de la turbulence dans un bioréacteur standard de 7 L sur une large gamme de conditions de fonctionnement. Dans le cas de S. erythraea, il a été démontré que si les mycéliums sont excessivement cisaillés, ce qui entraîne une longueur hyphale trop courte, la formation du produit érythromycine peut être affectée. Pour cette raison, il peut être conseillé de choisir la vitesse de l’extrémité comme base de la réduction d’échelle lors de l’utilisation d’organismes filamenteux. Bien que les mécanismes régissant la formation des granules dans les cultures filamenteuses ne soient pas bien compris, Vecht et al. ont signalé une corrélation entre la diminution de l’OTR et une réduction de la taille moyenne des granules chez Streptomyces tendae . Ils ont conclu que la formation des granules dans cet organisme est principalement due aux interactions hydrophobes contrôlées par l’OTR. Compte tenu de l’effet néfaste que la formation de granules peut avoir sur la production de métabolites secondaires dans de nombreux organismes filamenteux – en raison de l’inhibition de l’absorption d’oxygène au centre du granule qui augmente avec le diamètre du granule – il est clair que pour la réduction des processus de culture de cellules filamenteuses, les RBM doivent maintenir les niveaux d’oxygène dissous trouvés dans le processus à grande échelle sur lequel la réduction est basée afin de maintenir le rendement du produit. Il est difficile d’utiliser un kLa égal pour la réduction d’échelle car il est généralement calculé dans des systèmes modèles qui ressemblent peu aux bouillons de fermentation réels. De plus, le kLa est affecté par les changements de coalescence et de rhéologie du bouillon de culture au cours d’un processus de culture – des changements qui sont très difficiles à mesurer et à prendre en compte. La clé lors du choix d’une base pour la réduction de l’échelle du bioréacteur est de ne pas exposer les cellules à des contraintes supérieures à celles rencontrées à grande échelle.

Parmi les dispositifs miniatures discutés dans cette revue, il est clair que certains cherchent à reproduire les bioréacteurs à grande échelle dans leurs géométries. Par exemple, la plupart des MSBR et MBCR sont des fac-similés géométriques de bioréacteurs à grande échelle. Le maintien de la similitude géométrique présente des avantages pour une comparaison d’échelle efficace, car il permet à certaines hypothèses clés de rester valides ; par exemple, le maintien d’un rapport d’aspect égal permet de prédire la pression hydrostatique et donc la solubilité de l’oxygène à différentes échelles de fonctionnement. Cela donne un avantage à ces dispositifs, car leurs mécanismes pour réaliser le transfert et le mélange de l’oxygène et pour calculer la puissance absorbée peuvent être basés sur les mêmes principes établis à grande échelle. La dynamique des fluides sera similaire, bien qu’il soit important de noter que certains nombres sans dimension décrivant la dynamique des fluides, par exemple le nombre de Reynolds dans les récipients agités, semblent avoir moins d’influence à de si petites échelles. Plus fondamentalement, il s’agit de savoir quelle peut être l’efficacité des BRM lorsqu’ils atteignent une taille si petite que leurs propriétés d’écoulement et les mécanismes de transfert de masse et de mélange sont différents de ceux que l’on trouve dans les bioréacteurs à grande échelle qu’ils tentent d’imiter. Les MTP sont particulièrement vulnérables à cet égard, car leur manque d’agitation mécanique signifie que les effets de tension superficielle sont plus importants que dans les MSBR, où les turbines peuvent diminuer cet effet et aider à maintenir un mélange efficace des fluides. De plus, il y a un danger lors de l’utilisation de conditions extrêmes avec les MTP (en termes de fréquence d’agitation et de volume de remplissage) que tout le liquide de traitement forme un film mince le long de la surface intérieure du puits, limitant ainsi sévèrement le mélange et exacerbant l’effet néfaste de la tension de surface. Des régimes d’écoulement différents dans les RBM, causés par des méthodes d’agitation différentes, peuvent avoir un impact sur la capacité de ces systèmes à réaliser des cultures cellulaires de manière reproductible ; si les conditions sont différentes à petite et à grande échelle en termes de mélange et de transfert de masse gaz-liquide, cela peut entraîner des problèmes, par exemple la sélection de clones non adaptés à la production ou des différences dans la qualité du produit, en particulier pour les protéines recombinantes. D’autre part, les travaux de Micheletti et al. indiquent qu’il est possible de passer des systèmes agités aux systèmes remués si les critères de mise à l’échelle sont soigneusement choisis. En utilisant une corrélation récemment introduite pour les prédictions de kLa dans les MTP, ils ont pu augmenter avec succès la culture d’E. coli surexprimant une enzyme transketolase d’un système de micropuits (volume de 1 mL) à un STR de 1,4 L sur la base d’un kLa constant. Le même groupe fournit également des données initiales sur la mise à l’échelle satisfaisante d’un processus de culture de cellules de mammifères en utilisant un taux de dissipation d’énergie moyen constant .

Automatisation des RBM

L’automatisation des RBM est la clé de l’expansion de la capacité HT. Plusieurs des systèmes miniatures récemment développés utilisent une PTM modifiée comme point de départ (par exemple et le MicroReactor® d’Applikon). Ces systèmes semblent actuellement très prometteurs en raison de leur facilité d’intégration aux plates-formes d’automatisation robotique existantes. Les MTP sur lesquels ces systèmes sont conçus sont basés sur une empreinte standard, sont mécaniquement simples et la standardisation même de leur conception les rend idéaux pour être intégrés dans des plates-formes robotisées automatisées qui font véritablement entrer ces technologies dans le domaine HT, en leur conférant la capacité d’effectuer des centaines de cultures cellulaires en parallèle, en utilisant une empreinte à peine plus grande que celle d’un bioréacteur conventionnel à l’échelle pilote. L’alternative consiste à développer un système de bioréacteur miniature qui se prête lui-même à l’automatisation. Les technologies que le groupe de Weuster-Botz a développées en collaboration avec H + P Labortechnik et Bioprocessors Corp. sont des exemples de cette approche. Ces dispositifs offrent un certain degré de capacité HT ainsi qu’une robotique intégrée sophistiquée dans le cas du système SimCell® de Bioprocessors Corp.

Les dispositifs robotiques utilisés en conjonction avec les MBR comportent généralement des têtes de pipetage multiples montées sur des bras capables de se déplacer en trois dimensions dans toute la zone de travail. Les têtes de pipetage peuvent également s’adapter à différentes géométries de MBR et des bras robotiques séparés peuvent prendre et placer des équipements auxiliaires n’importe où dans l’espace de travail. Cette capacité de prise et de mise en place signifie qu’un seul robot peut inoculer, contrôler le pH, échantillonner et faire des ajouts à un RBM, offrant ainsi une solution véritablement intégrée. En outre, les robots peuvent relier des plates-formes de culture cellulaire à des instruments d’analyse (par exemple, des systèmes HPLC) et effectuer des tests complexes, tels que le test ELISA pour les produits à base d’anticorps, en utilisant des échantillons en temps réel – des tests qui tirent parti de la capacité du robot à effectuer des milliers d’opérations de manipulation de liquides en un court laps de temps. Des conditions aseptiques de culture cellulaire peuvent être maintenues en logeant le robot dans une enceinte de biosécurité construite sur mesure.