Rat albinos
Chez des rats albinos adultes (Ortín-Martínez et al., 2015 ; Salinas-Navarro et al., 2010 ; Schnebelen et al., 2009 ; Valiente-Soriano et al., 2015b) ainsi que chez des souris albinos adultes (Cuenca et al., 2010 ; Salinas-Navarro et al, 2009c) et pigmentées (Valiente-Soriano et al., 2015a), l’HSO a entraîné, au cours des deux premières semaines, la perte d’environ 80 % de la population de CGR identifiée dans les rétines gauches (lasées) avec les traceurs rétrogrades FG ou OHSt appliqués aux deux SCi une semaine avant le traitement des animaux. Ces rétines présentaient des zones presque dépourvues de CGR marquées par voie rétrograde et adoptant la forme de secteurs en forme de tarte dont la base était située à la périphérie de la rétine et le sommet vers le disque optique ; ces zones étaient plus fréquentes dans les rétines dorsales et leur taille variait d’un petit secteur à un ou plusieurs quadrants rétiniens. En revanche, les rétines droites (contrôle non lasuré) présentaient une distribution normale de CGR (marqués par voie rétrograde ou immunocolorés avec Brn3a) avec des densités plus élevées dans la strie visuelle, le long de l’axe naso-temporal dans la rétine dorsale, avec un pic dans le quadrant super-temporal, comme décrit précédemment (Nadal-Nicolás et al, 2009, 2012, 2014, 2015 ; Ortín-Martínez et al., 2010, 2014 ; Salinas-Navarro et al., 2009a,b). La construction de cartes d’isodensité a permis d’examiner en détail la distribution topologique des RGC survivants dans ces rétines OHT (Figs. 2-4, 6, et 8). Nous avons constaté une variabilité dans la gravité des dommages rétiniens, ce qui est en accord avec les rapports précédents de ce laboratoire (Vidal-Sanz et al., 2012) et d’autres (Fu et Sretavan, 2010 ; Levkovitch-Verbin et al., 2002). En outre, la variabilité du degré de dégénérescence a également été signalée dans un modèle de souris pigmentées héréditaires de glaucome expérimental, les souris DBA/2J (Filippopoulos et al., 2006 ; Howell et al., 2007 ; Jakobs et al., 2005 ; Pérez de Lara et al., 2014 ; Schlamp et al., 2006 ; Soto et al., 2008). En plus de cette perte sectorielle, les cartes d’isodensité ont également révélé une perte diffuse, même dans les zones rétiniennes présentant des CGR survivants. Cette quantité de dégénérescence rétinienne était basée sur la quantification des CGR marqués avec des traceurs rétrogrades appliqués au SCi 1 semaine avant le traitement des animaux. Lorsque la population survivante de CGR a été identifiée avec de la dextran tetramethylrhodamine (DTMR), un traceur qui, lorsqu’il est appliqué sur le moignon oculaire de l’ON transfecté orbitalement, diffuse passivement vers les somates cellulaires, ou avec l’immunomarquage de Brn3a, il y avait un décalage évident entre le nombre de CGR marqués et le nombre de CGR DTMR+RGC ou Brn3a+RGC dans les mêmes rétines. Le nombre de Brn3a+RGC était significativement plus élevé que celui des RGC tracés aux premières périodes après la LP mais pas aux intervalles de survie de 5 semaines ou plus, ce qui indique qu’aux premières périodes suivant l’OHT, une grande population de RGC survivants avait perdu son transport axonal rétrograde actif (Agudo-Barriuso et al, 2013a ; Vidal-Sanz et al., 2012) ; une telle altération a été observée précédemment après d’autres types de lésions de la rétine ou de la moelle épinière (Lafuente López-Herrera et al., 2002 ; McKerracher et al., 1990). Cependant, entre 1 et 5 semaines après la LP, le nombre de Brn3a+RGCs a diminué de manière significative, indiquant que la perte de RGCs était progressive entre 1 et 5 semaines après la LP.
Figure 2. L’hypertension oculaire induit la perte de cellules ganglionnaires rétiniennes orthotopiques et déplacées. Cartes de trois rétines représentatives (une par rangée) montrant la distribution des orthotopiques (oRGCs) (A, C, E) et déplacées (dRGCs) tracées de manière rétrograde (A′, C′, E′), et des Brn3a+oRGCs (B, D, F) ou de Brn3a+dRGCs (B′, D′, F′) chez un rat naïf (première ligne) ou chez des rats expérimentaux (deuxième et troisième ligne) 3 semaines après photocautérisation au laser des vaisseaux limbiques et épiscléraux pour induire une hypertension oculaire. Les cartes d’isodensité (C-F) et leurs voisins correspondants (C′-F′) montrent une perte topologique parallèle entre les oRGCs et les dRGCs (FG tracé et Brn3a+), ce qui est cohérent avec une compression axonale produite au niveau de la tête du nerf optique. En bas de chaque carte est indiqué le nombre de RGCs ou de dRGCs représentés. Échelle de couleur (nuances de gris différentes dans la version imprimée) pour les cartes d’isodensité en (B) en bas à droite, pour les cartes de voisinage en (A′). RE, œil droit ; LE, œil gauche ; D, dorsal ; V, ventral ; N, nasal ; T, temporal. Barre d’échelle dans (A) = 1 mm.
Figure 3. La perte après OHT est sélective aux RGCs dans le GCL. Cartes d’isodensité d’une rétine expérimentale représentative 15 jours après photocautérisation au laser des veines périlimbaires et épisclérales, immunoréactives pour Brn3a (A) et colorées avec du DAPI dans la couche des cellules ganglionnaires (B). La carte d’isodensité de Brn3a montre des secteurs rétiniens typiques en forme de tarte, dépourvus de RGC dans une rétine expérimentale 15 jours après l’OHT induite par la LP. La même rétine présente un grand nombre de noyaux colorés au DAPI dans les zones dépourvues de Brn3a+RGC, comme le montre la carte d’isodensité du DAPI (B). En bas de chaque carte : nombre de cellules comptées dans cette rétine. L’échelle de couleur de densité (différentes nuances de gris dans la version imprimée) en A et B en bas à droite va de 0 (violet (noir dans la version imprimée)) à ≥ 3500 RGCs/mm2 ou ≥ 5000 DAPI+nucléi (rouge (gris dans la version imprimée)), respectivement. (C-E) Micrographies de plus grande puissance de l’encart en A, B montrant Brn3+RGCs (C), calrétine+neurons (D), et DAPI+noyaux (E) pour illustrer que dans les secteurs de la rétine avec un nombre diminué de Brn3a+RGCs il y avait un grand nombre de DAPI+noyaux (E) dont beaucoup sont des cellules amacrines déplacées (calrétine+neurons, D) dans le GCL. LE, œil gauche ; D, dorsal ; V, ventral ; N, nasal ; T, temporal. Barre d’échelle pour (A) et (B) = 1 mm. Barre d’échelle pour (C-D) = 50 μm.
Figure 4. Aspect normal des vaisseaux rétiniens dans les rétines hypertendues oculaires. (A, A′) Rétine naïve marquée de manière rétrograde avec du fluorogold (FG) appliqué aux deux colliculi supérieurs 1 semaine avant le traitement des animaux et sa carte d’isodensité correspondante. (B) Les vaisseaux rétiniens immunomarqués avec les anticorps RECA1 dans une reconstruction rétinienne en noir et blanc. (C, D) Détails de la rétine (A), pris dans le quadrant dorsotemporal (C) et inférotemporal (D) montrant les FG+RGCs (blanc), Brn3a+RGCs (rouge (noir dans la version imprimée)), et RECA1+vaisseaux (vert (gris dans la version imprimée)). Dans la rétine naïve, le transport axonal rétrograde (TAR) est compétent et les vaisseaux rétiniens immunocolorés semblent normaux. Deux semaines après la photocautérisation au laser des vaisseaux périlimbiques et épiscléraux, une rétine hypertensive oculaire présente une perte typique du RAT dans la rétine dorsale le long d’un large secteur s’étendant de 8 à 5 o′ clock (E-E′). Les vaisseaux rétiniens, dans la représentation en noir et blanc (F), apparaissent normaux et morphologiquement similaires à ceux de la rétine naïve témoin. Ils sont également observés dans le grossissement pris sur une zone sans RAT (G) ou avec RAT (H). D, dorsal ; V, ventral ; T, temporal ; N, nasal.