Ammonia-oxidizing microorganisms: key players in the promotion of plant growth

Ammonia-oxidizing microorganisms: key players in the promotion of plant growth

Adenike Eunice Amoo1 and Olubukola Oluranti Babalola1*

1F Food Security and Safety, Faculty of Natural and Agricultural Sciences, North-West University, Private Bag X2046, Mmabatho 2735, South Africa. *Corresponding author: [email protected]

Abstract

Nitrogen (N) jest najważniejszym mineralnym składnikiem odżywczym wymaganym przez rośliny. Chociaż niektóre rośliny mogą bezpośrednio wykorzystywać N, amon (NH4+) i azotan (NO3-) są jedynymi formami N, które są użyteczne dla większości roślin. Bakterie utleniające amoniak (AOB) i archaea utleniające amoniak (AOA) są kluczowymi czynnikami odpowiedzialnymi za przekształcanie N w formy użytkowe. Ze względu na znaczenie oksydatorów amoniaku (AOs), czynniki wpływające na ich liczebność i aktywność były głównym przedmiotem badań przez lata. Niniejszy przegląd koncentruje się na różnorodności AO, czynnikach, które wpływają na ich liczebność i aktywność w różnych typach gleb oraz na mechanizmie nitryfikacji. Lepsze zrozumienie kombinatorycznego działania wysoce aktywnych AO oraz metod ograniczania strat azotanów z gleby może poprawić zarządzanie azotanami w glebie i zwiększyć plony roślin.

Keywords: Abiotyczne, amoniakalne, biotyczne, różnorodność, nitryfikacja, azot

1. Wstęp

Amoniak występuje naturalnie w środowisku i można go znaleźć w glebie, gdzie jest ważnym źródłem azotu dla roślin. Amon zazwyczaj nie gromadzi się w glebie, ponieważ jest szybko przekształcany przez mikroorganizmy glebowe. Amoniak i amon są pierwotnymi substratami energetycznymi i stanowią ważne źródła azotu dla mikroorganizmów w glebie (Daebeler i in., 2014). Utlenianie amoniaku lub amonu przez organizmy jest znane jako nitryfikacja, a mikroorganizmy, które są związane z ryzosferą roślin, rozwijają się w fillosferze. Organizmy te żyją wewnątrz roślin jako endofity, na powierzchniach roślin jako epifity oraz w glebie otaczającej korzenie. Mogą one być korzystne, szkodliwe lub niekorzystne dla wzrostu i rozwoju roślin. Na uwagę zasługuje jednak fakt, że większość różnych mikroorganizmów kolonizujących rośliny prowadzi komensalny tryb życia (Knief, 2014). Mikroorganizmy glebowe w największym stopniu przyczyniają się do różnorodności ekosystemów lądowych i są głównymi regulatorami prawie wszystkich globalnych cykli biogeochemicznych. Są one niezbędne w utrzymaniu zdrowia roślin poprzez ich role związane z obiegiem składników odżywczych i relacje z innymi organizmami (Hassan et al., 2015).

Nitryfikacja opisuje utlenianie amonu (NH4+) lub amoniaku (NH3) do azotanu przez organizmy żywe i jest podstawową czynnością w ramach cyklu azotowego (N). Utlenianie amonu do azotanu jest procesem dwuetapowym, obejmującym przemianę amoniaku lub amonu do azotynu oraz przemianę azotynu do azotanu. Pierwszym i ograniczającym tempo etapem nitryfikacji jest utlenianie amoniaku do azotynów. Uważano, że proces ten jest kontrolowany wyłącznie przez bakterie utleniające amoniak (AOB), które po raz pierwszy zostały wyizolowane w XIX wieku (Prosser i Nicol, 2012). Niedawne odkrycie archaea utleniających amoniak podważyło to przekonanie (Könneke i in., 2005). W pierwszym etapie nitryfikacji, amoniak jest przekształcany w hydroksyloaminę przez enzym monooksygenazę amoniakalną. Hydroksyloamina jest następnie przekształcana do azotynów przez enzym oksydoreduktazę hydroksyloaminową. Bakterie utleniające azotyn, które wytwarzają enzym oksydoreduktazę azotynową, pomagają w konwersji azotynu do azotanu (Kowalchuk i Stephen, 2001). Leininger i wsp. (2006) stwierdzili, że w różnych glebach europejskich archaea utleniające amoniak (AOA) występowały liczniej niż bakterie utleniające amoniak. Było to pierwsze badanie, które ujawniło znaczenie AOA w utlenianiu amoniaku, a w ostatnich latach różne badania wykazały znaczenie AOA w utlenianiu amoniaku w glebie.

Ważność azotu dla roślin jest nie do przecenienia. Jest to najbardziej niezbędny składnik odżywczy wymagany przez rośliny, ponieważ jest składnikiem kwasów nukleinowych, które tworzą DNA wszystkich organizmów. Jest również składnikiem chlorofilu, który jest używany do fotosyntezy. W znacznym stopniu kontroluje wydajność pól, wzór wzrostu roślin i ich skład chemiczny (Crawford, 1995, Lobos Ortega i in., 2016, Wu i in., 2016). Nie wszystkie rośliny są w stanie bezpośrednio wykorzystać azot atmosferyczny, a większość jest w stanie wykorzystać jedynie nieorganiczne formy azotu, takie jak amon i azotan. Chociaż azotan jest tylko przejściowo obecny w glebie, jest on kluczową formą azotu, która może być asymilowana przez rośliny (Crawford, 1995). Utlenianie amoniaku przez mikroorganizmy ma ogromne znaczenie, ponieważ utleniacze amoniaku są odpowiedzialne za produkcję około 10 kg N/ha azotanów, co stanowi około 90% rocznej podaży azotu wiązanego (Smith i in., 1998).

Funkcja mikroorganizmów utleniających amoniak w glebie jest nie do przecenienia. W niniejszym przeglądzie skupiono się na czynnikach wpływających na liczebność i aktywność mikrobów utleniających amoniak oraz omówiono znaczenie mikrobów utleniających amoniak w nitryfikacji w różnych typach gleb.

2. Nitryfikacja autotroficzna

Nitryfikacja w glebie jest kontrolowana przez autotroficzne mikroorganizmy nitryfikacyjne (archeologiczne i bakteryjne utleniacze amoniaku) (Prosser i Nicol, 2012). Utlenianie amoniaku/amonu przez mikroorganizmy autotroficzne jest procesem dwuetapowym, obejmującym przekształcenie amonu przez monooksygenazę amoniaku do hydroksyloaminy (NH2OH), która jest następnie przekształcana do NO2- przez oksydoreduktazę hydroksyloaminy (De Boer i Kowalchuk, 2001). Chemolithoautotroficzna nitryfikacja jest ograniczona do stosunkowo wąskiej grupy mikroorganizmów (Head et al., 1993). Monooksygenaza amoniaku (amo) jest głównym enzymem odpowiedzialnym za chemoautotroficzną nitryfikację. Monooksygenaza amoniaku jest enzymem związanym z błoną komórkową, który posiada trzy podjednostki: amoA, amoB i amoC (Sayavedra-Soto i in., 1998). Gen amoA, który jest metabolicznym wyróżnikiem autotroficznych mikroorganizmów nitryfikacyjnych, został wykorzystany jako molekularny proxy w mikrobiologii środowiskowej (Stahl i de la Torre, 2012).

3. Nitryfikacja heterotroficzna

Występowanie nitryfikacji w glebach o niskim pH było argumentowane jako wskazujące na nitryfikację heterotroficzną (Zhang i in., 2015). Niemniej jednak De Boer i Kowalchuk (2001) podali, że rolę taką mogą pełnić również tolerujące kwas autotroficzne nitryfikatory. Zarówno organiczne jak i nieorganiczne substraty mogą być wykorzystywane przez heterotroficzne nitryfikatory. Rzeczywiste wskaźniki heterotroficznej nitryfikacji mogły zostać źle zrozumiane, ponieważ niektóre heterotroficzne nitryfikatory mają również zdolności denitryfikacyjne i akumulują niewiele lub wcale azotanów (Matheson i in., 2003). Stutzer i Hartleb (1896) zbadali i opisali grzyba, który miał zdolność do wytwarzania azotanu. Wiele innych organizmów heterotroficznych zostało później włączonych w proces utleniania różnych związków azotu w kulturze (Schimel i in., 1984). Różne badania wykazały znaczenie heterotroficznej nitryfikacji. Nitryfikacja przez heterotrofy różni się uderzająco od nitryfikacji autotroficznej, ponieważ nie jest związana ze wzrostem komórek (Zhang i in., 2015).

4. Różnorodność utleniaczy amoniaku

Numerous microorganisms including bacteria, archaea and even fungi have ammonia-oxidizing abilities. AOB są szeroko rozpowszechnione w glebie. Konwersja amoniaku do azotynów, która jest pierwszym i ograniczającym tempo etapem nitryfikacji, jest kontrolowana przez chemolithoautotrophic AOB, a organizmy te mają zdolność do efektywnego wykorzystania tego procesu jako ich jedynego źródła energii (Matsuno i in., 2013). Różne bakterie zostały zgłoszone jako utleniacze amoniaku, w tym Nitrosomonas, Nitrosospira (Shen i in., 2012)i Nitrosococcus (Teske i in., 1994). Rodzaje Nitrosomonas i Nitrosospira są członkami monofiletycznej grupy w poddziale β Proteobacteria (Matsuno i in., 2013). Rodzaj Nitrosococcus należy do poddziału γ Proteobacteria i członkowie tego rodzaju utleniają amoniak tylko w środowiskach morskich (Teske i in., 1994). Paracoccus denitrificans, Pseudomonas putida, Thiosphaera pantotropha i Alcaligenes faecalis to heterotroficzne bakterie nitryfikacyjne (Crovadore i in., 2015, Van Niel i in., 1992).

Występowanie genu amoA u nieuprawianych gatunków Crenarchaeotawyjawiono dzięki komplementarnym badaniom metagenomicznym wody morskiej (Venter i in., 2004) i gleby (Treusch i in., 2005). Nitrosopumilus maritimus, który został wyizolowany ze skalistego podłoża tropikalnego zbiornika akwarium morskiego, był pierwszym zidentyfikowanym AOA. Jest to pierwszy zidentyfikowany archeologiczny chemolithoautotroficzny nitryfikator i pierwszy mezofil zidentyfikowany w morskiej grupie I Crenarchaeota (Könneke i in., 2005). AOA są członkami nowego azylu Thaumarchaeota (Auyeung i in., 2015). Po raz pierwszy zostały one zidentyfikowane jako członkowie Crenarchaea (Brochier-Armanet i in., 2008). Do innych archetypowych nitryfikatorów należą Candidatus Nitrosocaldus yellowstonii, Cenarchaeum symbiosum i Candidatus Nitrososphaera gargensis (De la Torre i in., 2008). Uważano, że nitryfikacja jest powodowana tylko przez bakterie i archaea. Jednak niektóre grzyby, w tym Aspergillus flavus, Penicillium i Absidia cylindrospora, zostały włączone do tego procesu (Zhu i in., 2015).

4.1. Mechanizm utleniania amoniaku przez mikroorganizmy utleniające amoniak

Nitryfikację dzieli się na dwa procesy, nitryfikację i nitratację. Nitryfikacja jest pierwszym etapem nitryfikacji i może być podzielona na trzy etapy: (1) utlenianie amoniaku do hydroksyloaminy, które odbywa się przy udziale enzymu monooksygenazy amoniakalnej (amo); (2) redukcja hydroksyloaminy do azotynów; oraz (3) zamiana elektronów, wolnych jonów wodorowych i tlenu w wodę. Nitryfikacja powoduje zakwaszenie środowiska.

Nitratacja jest drugim etapem nitryfikacji, a w procesie tym bierze udział enzym oksydoreduktaza azotynowa, który jest wytwarzany przez bakterie utleniające azotyny (NOB). Nitratacja jest podzielona na dwa etapy: (1) utlenianie azotynów do azotanów przez enzym oksydoreduktazę azotynów; oraz (2) łączenie się tlenu, protonów i elektronów w wodę. Gdy tempo nitryfikacji jest szybsze niż nitratacji, azotyn gromadzi się i prowadzi do rozprzestrzeniania się podtlenku azotu. Gdy nitratacja jest szybsza, wytwarzana jest tylko niewielka ilość azotynów (Buday et al., 2000, Philips et al., 2002). (Rysunek 1)

Figura 1. Mechanizm nitryfikacji

4.2. Funkcja i aktywność drobnoustrojów utleniających amoniak w różnych typach gleb

Różnorodność mikroorganizmów glebowych jest niezwykle duża, a struktura, wzrost i aktywność zbiorowisk drobnoustrojów w glebach może być oceniana przez czynniki biotyczne i abiotyczne. W różnych systemach glebowych modulacja czynników środowiskowych powoduje zmiany w zbiorowiskach mikrobów utleniających amoniak (Shen i in., 2012).

4.2.1. pH

Różne czynniki, takie jak zmiany w użytkowaniu gruntów, depozycja kwasów i pożary, znacząco wpływają na pH gleb. Zbiorowiska mikroorganizmów oraz cykle biogeochemiczne, w których pośredniczą, są w znacznym stopniu uzależnione od pH gleby. Grzyby rozwijają się lepiej niż bakterie w glebach o niskim pH, a pH gleby w znacznym stopniu wpływa na różnorodność bakterii i strukturę społeczności. Wcześniejsze badania wykazały, że struktura społeczności mikroorganizmów utleniających amoniak jest silnie uzależniona od pH (Zhang i in., 2012). Tak więc, pH gleby jest wskaźnikiem względnej obfitości mikroorganizmów utleniających amoniak obecnych w glebach, jedyną właściwością gleby posiadającą taką zdolność (Prosser i Nicol, 2012).

Odczyn pH gleby jest niski dla około 30% całkowitej powierzchni lądowej na świecie, a około 54% gruntów nadających się do uprawy roślin na świecie ma kwaśną glebę (Che i in., 2015). W związku z niskimi stężeniami azotanów w glebach kwaśnych (pH wody < 5), na początku XX wieku uważano, że nitryfikacja nie zachodzi w takich glebach (Noyes i Conner, 1919). W połowie XX wieku okazało się, że nitryfikacja może zachodzić w takich glebach i że niskie pH gleby nie hamuje aktywności mikroorganizmów nitryfikacyjnych (Robertson, 1982). Niemniej jednak, w glebach zakwaszonych intensywność nitryfikacji jest mniejsza niż w glebach o wyższym pH (Yao i in., 2011). Zmniejszenie dostępności NH3 powoduje wykładniczy spadek pH gleby (De Boer i Kowalchuk, 2001). Ponadto, żyzność gleb kwaśnych jest niska ze względu na obecność metali toksycznych i niedobór składników pokarmowych, co może mieć wpływ na mikroorganizmy nitryfikacyjne w glebie (AOB i AOA). Zdarzają się wyjątki od tego uogólnienia (Yao i in., 2011), co można przypisać temu, że organizmy nitryfikacyjne tolerujące kwasy mogą być aktywne zarówno w glebach o wysokim, jak i niskim pH, podczas gdy te organizmy, które nie są tolerancyjne na kwasy, funkcjonują tylko w glebach o wyższym pH.

Ostatnie badania wykazały, że AOA są najbardziej aktywnymi utleniaczami amoniaku w glebach kwaśnych, mimo że sugerowano różne mechanizmy aktywności AOB w takich środowiskach (Zhang i in., 2012). W różnych badaniach określono porównywalne znaczenie heterotroficznej i autotroficznej nitryfikacji w glebach leśnych lub pastwiskowych o niskim pH. (Tabela 1)

Tabela 1: Wpływ pH na populację mikroorganizmów nitryfikacyjnych w różnych typach gleb

Kilka mechanizmów, za pomocą których pH gleby wpływa na aktywność i wzrost grup funkcjonalnych mikroorganizmów, zostało ustalonych dzięki połączeniu badań fizjologicznych i mikrokosmicznych gleby (Nicol i in., 2008, De Boer i Kowalchuk, 2001).

4.2.2. Biodostępność składników pokarmowych

Aktywność mikroorganizmów nitryfikacyjnych może być ograniczona przez dostępność ograniczonego zakresu substratów i jest istotną cechą kontrolującą nitryfikację heterotroficzną (Zhang i in., 2014). Istnieją dwa szlaki, dzięki którym w glebie zachodzi produkcja azotanów z amoniaku, albo poprzez działanie chemoautotroficznych nitryfikatorów, albo poprzez heterotroficzną nitryfikację, która jest kontrolowana przez heterotroficzne bakterie nitryfikacyjne lub grzyby (Zhang i in., 2013a, Zhang i in., 2013b). W zależności od dostępności substratów w glebie, nitryfikatory grzybowe mają zdolność do przełączania się na inne ścieżki nitryfikacji (Aarnio i Martikainen, 1992). Udział nitryfikacji heterotroficznej może być określany na podstawie stosunku C/N substratu N. Posiadanie wysokiego stosunku C/N przez organiczne związki N, co intensyfikuje biodostępność C, może stymulować wzrost bakterii heterotroficznych, a tym samym prowadzić do hamowania i wypierania wzrostu bakterii nitryfikacyjnych oraz aktywności autotroficznych nitryfikatorów. Zahamowanie konkurencji mikrobiologicznej jest możliwą konsekwencją wytwarzania produktów ubocznych przez nitryfikatory grzybowe. Substraty nieorganiczne i organiczne mogą być efektywnie wykorzystywane jako źródła nitryfikacji. Związki azotu z różnych źródeł mogą funkcjonować jako substraty dla heterotroficznej nitryfikacji. Organiczne związki azotu zostały wykorzystane jako substraty do heterotroficznej nitryfikacji w glebach kwaśnych (Zhang i in., 2014).

Substraty w glebie są determinantami roślinności, która może występować na danym terenie. Efektywność resorpcji N przez różne typy roślinności jest różna i z tego powodu różne grupy roślin mają różne stężenia N i różne stosunki C/N. Populacja roślin w danym miejscu wpływa na aktywność mikroorganizmów obecnych w glebie oraz na cykl składników odżywczych (Bosco i in., 2015, Rumpel i in., 2015).

Wpływ i dostępność substratów na nitryfikację były argumentowane jako ważniejsze niż pH. Dodatek substratów w różnych zabiegach może powodować godne uwagi zmiany w pH gleby. Na przykład, Zhang i wsp. (2014)odnotowali znaczące zmiany w pH gleby po dodaniu substratów. Niskie stężenie amonu może ograniczać wzrost AOA lub powodować niską koncentrację N w ekosystemach (Könneke i in., 2005). Zapotrzebowanie na NH3 dla wzrostu mikroorganizmów różni się pomiędzy AOA i AOB. Liczebność AOB maleje wraz z głębokością gleby, podczas gdy AOA wykazuje niewielkie zróżnicowanie (Leininger i in., 2006). Uważa się, że wzrost AOB jest wspierany, gdy gleba jest żyzna, podczas gdy AOA preferują środowiska oligotroficzne lub o niskiej żyzności (Erguder i in., 2009). AOB rozwijają się w warunkach wysokiej dostępności NH3, podczas gdy AOA preferują warunki niskiej dostępności NH3 (Di i in., 2010). Odpowiedź nitryfikacji na dostępność NH4+ może być określona przez kinetykę Michaelisa-Mentena, a model ten został wykorzystany do scharakteryzowania niektórych nitryfikatorów w glebie (Stark i Firestone, 1996).

4.2.3. Temperatura

Mikroorganizmy glebowe są bardzo wrażliwe na wysokie temperatury. Aktywność mikroorganizmów generalnie wzrasta wraz ze wzrostem temperatury w typowym zakresie temperatur otoczenia (Gilliam i in., 2015).Na wrażliwość mineralizacji glebowej materii organicznej na temperaturę wpływa rodzaj i dostępność substratu (von Lützow i Kögel-Knabner, 2009). Temperatura gleby może wpływać na ilość azotu, który jest obecny w glebie do wykorzystania przez rośliny i determinuje losy tego azotu (Thangarajan i in., 2015). Temperatura jest czynnikiem determinującym funkcjonowanie procesów biologicznych, które biorą udział w przemianach azotu w glebie. Podobnie jak wszystkie inne mikroorganizmy, nitryfikatory reagują na zmiany temperatury, a tempo nitryfikacji w glebie jest w dużym stopniu uzależnione od temperatury. W temperaturach gleby niższych niż 10°C częstsze jest występowanie amonifikacji zamiast nitryfikacji (Emmer i Tietema, 1990). Ze względu na wpływ różnych zbiorowisk mikroorganizmów na nitryfikację, wpływ temperatury na różne horyzonty glebowe może być odmienny (Schütt i in., 2014).

Równanie Arrheniusa lub funkcja Q10 mogą opisywać szybkość mineralizacji azotu w odpowiedzi na temperaturę (Kladivko i Keeney, 1987). Odpowiedź nitryfikacji na temperaturę jest skorelowana ze strefami klimatycznymi (Malhi i McGill, 1982). Warunki klimatyczne w cieplejszych regionach sprzyjają nitryfikacji, której optymalna temperatura wynosi 35°C, a proces ten nadal zachodzi w temperaturach do 50°C (Myers, 1975). Globalne wzorce magazynowania azotu w glebie oraz stabilność glebowej materii organicznej mogą nie być jedynymi czynnikami decydującymi o tym, jak mineralizacja azotu w glebie reaguje na zmiany klimatyczne. Czynnikiem może być również związek między rekalcyfikacją materii organicznej a funkcją reakcji na temperaturę (Post i in., 1985). Dalias et al. (2002) badali zróżnicowanie pomiędzy glebami w odpowiedzi na temperaturę w zakresie mineralizacji netto azotu i nitryfikacji. Stwierdzili, że klimat regionalny determinuje zależność pomiędzy temperaturą a utlenianiem amoniaku. Thangarajan et al. (2015) badali wpływ temperatury na transformację azotu pomiędzy organicznymi i nieorganicznymi źródłami azotu. Podali, że 2 4°C jest optymalną temperaturą we wszystkich badanych glebach z wyjątkiem jednej. Ich badania wykazały związek pomiędzy optymalną temperaturą dla nitryfikacji a warunkami środowiskowymi. Dodatkowo, eksperymenty mikrokosmiczne Tourna i wsp. (2008) wykazały, że struktura społeczności archeologicznych utleniaczy amoniaku zwiększała się wraz ze wzrostem temperatury inkubacji.

W ekosystemach wysokogórskich i wysokogórskich procesy zimnej pory roku znacząco przyczyniają się do rocznej mineralizacji azotu w glebie (Schütt i wsp., 2014). Chociaż autotroficzne bakterie nitryfikacyjne nie rozwijają się w niskich temperaturach (Cookson i in., 2002), aktywność mikrobiologiczna w glebie może dać zadowalający zapis mineralizacji azotu netto (30 50%) przez cały rok, ponieważ mikroorganizmy pozostają fizjologicznie aktywne w niezamarzniętych filmach wodnych (Kielland i in., 2006). Stosując metody mikrobiologiczne i molekularne, Schadt i in. (2003) stwierdzili, że szczytowa biomasa mikroorganizmów w glebie tundry występuje, gdy jest ona pod śniegiem. Wykazano, że anabolizm i katabolizm utrzymują się w temperaturze od -4 do +9 °C, a procesy te mogą prowadzić do wzrostu zapotrzebowania mikrobiologicznego na azot, szczególnie w glebach borealnych (Drotz i in., 2010). W temperaturach poniżej 5 °C intensywność aktywności mikroorganizmów w glebach klimatu umiarkowanego może się zmniejszać (Pietikäinen i in., 2005). Jednakże Schütt i wsp. (2014) donieśli o obserwacji nitryfikacji brutto w niskich temperaturach (-4 – 8°C), sugerując, że mikroorganizmy nitryfikacyjne są funkcjonalne w takich temperaturach.

Optymalna temperatura dla aktywności nitryfikacyjnej utleniaczy amoniaku była podawana przez różne badania i wynosiła od 20 – 37°C (Stark, 1996). Justice i Smith (1962) stwierdzili, że szybkość nitryfikacji w temperaturze 25°C była wyższa niż w 35°C.

4.2.4. Zawartość wody w glebie

W wielu środowiskach aktywność mikroorganizmów może być ograniczona przez wilgotność, ponieważ zmniejszenie aktywności enzymów występuje u wielu mikrobów, gdy dostępność wody jest niska (Stark i Firestone, 1995). Wilgotność jest ważnym czynnikiem środowiskowym, który wpływa na mineralizację azotu w glebie poprzez wpływ na dostępność substratów dla nitryfikatorów, oddziałując na ich fizjologię i metabolizm (Norton i Stark, 2011, Marcos i in., 2016). Szybkość nitryfikacji netto wzrasta wraz ze wzrostem zawartości wody w glebie. Jednak nadmiar wody w glebie prowadzi również do ograniczenia tlenu, co zmniejsza tempo nitryfikacji (Norton i Stark, 2011). Gdy gleba jest sucha, filmy wodne znajdujące się w porach glebowych stają się cienkie, co hamuje przemieszczanie się substratów do nitryfikatorów (Stark i Firestone, 1995). Związek między wilgotnością a produkcją azotanów w glebie jest silny i pozytywny, ponieważ, mimo że nitryfikacja jest procesem tlenowym, metabolizm mikroorganizmów i dyfuzja substratów jest wzmacniana przez wilgotność gleby (Osborne i in., 2016). Na utleniacze amoniaku niekorzystny wpływ ma ograniczona ilość wody w glebie na wiele sposobów. Na przykład, komórki mikroorganizmów są ograniczone w ilości dostępnego amoniaku; wzrost i metabolizm komórek mikroorganizmów mają negatywny wpływ ze względu na zwiększone stężenie solutu; a aktywność mikroorganizmów staje się niska, ponieważ wewnątrzkomórkowy potencjał wodny jest również obniżony (Hu et al., 2015). W kilku badaniach wykazano wzrost obfitości genu amoA w odpowiedzi na wodę glebową (Marcos i in., 2016, Di i in., 2014)

5. Wnioski

Ammoniak jest wszechobecny w przyrodzie i jest substratem wykorzystywanym do produkcji azotanów. Bakterie utleniające amoniak i archaea są podstawowymi podmiotami uczestniczącymi w przemianie amoniaku do azotanów. Azotan jest jedyną formą azotu, która może być wykorzystana przez większość roślin. Niektóre czynniki, takie jak pH, dostępność substratu, temperatura i wilgotność, mogą utrudniać aktywność i determinować liczebność utleniaczy amoniaku. Aby uzyskać optymalne plony i wzrost roślin, czynniki te powinny być brane pod uwagę i optymalizowane.

Wiele pozostaje do odkrycia w odniesieniu do utleniaczy amoniaku. Hodowla różnych skutecznych utleniaczy amoniaku i wykorzystanie konsorcjum takich mikrobów w celu zwiększenia produkcji azotanów jest obszarem badań, który powinien być aktywnie badany. Należy również zbadać bardziej efektywne sposoby ograniczenia strat azotanów z gleby.

Podziękowania

AEA pragnie podziękować North-West University za stypendium podyplomowe. Praca ta jest oparta na badaniach wspieranych przez National Research Foundation of South Africa (Grants Ref: UID81192, UID105248, UID95111; OOB).

Aarnio, T., Martikainen, P. 1992. Nitrification in forest soil after refertilization with urea or urea and dicyandiamide. Soil Biology and Biochemistry. 24, 951-954.

Adair, K.L., Schwartz, E. 2008. Evidence that ammonia-oxidizing archaea are more abundant than ammonia-oxidizing bacteria in semiarid soils of northern Arizona, USA. Microbial Ecology. 56, 420-426.

Auyeung, D., Martiny, J.B., Dukes, J.S. 2015. Nitrification kinetics and ammonia-oxidizing community respond to warming and altered precipitation. Ecosphere. 6, 1-17.

Baolan, H., Shuai, L., Wei, W., Lidong, S., Liping, L., Weiping, L., Guangming, T., Xiangyang, X., Ping, Z. 2014. Ph-dominated niche segregation of ammonia-oxidising microorganisms in Chinese agricultural soils. FEMS Microbiology Ecology. 90, 290-299.

Bosco, T., Bertiller, M.B., Carrera, A.L. 2015. Micro-environmental conditions affect grass and shrub seedling emergence in denuded areas of the arid Patagonian Monte, Argentina. Flora-Morphology, Distribution, Functional Ecology of Plants. 210, 66-71.

Brochier-Armanet, C., Boussau, B., Gribaldo, S., Forterre, P. 2008. Mesophilic Crenarchaeota: proposal for a third archaeal phylum, the Thaumarchaeota. Nature Reviews Microbiology. 6, 245-252.

Buday, J., Drtil, M., Hutnan, M., Derco, J. 2000. Substrate and product inhibition of nitrification. Chem. Papers. 53, 379-383.

Che, J., Zhao, X.Q., Zhou, X., Jia, Z.J., Shen, R.F. 2015. High ph-enhanced soil nitrification was associated with ammonia-oxidizing bacteria rather than archaea in acidic soils. Applied Soil Ecology. 85, 21-29.

Cookson, W., Cornforth, I., Rowarth, J. 2002. Winter soil temperature (215 ºC) effects on nitrogen transformations in clover green manure amended or unamended soils; a laboratory and field study. Soil Biology and Biochemistry. 34, 1401-1415.

Crawford, N.M. 1995. Azotan: składnik odżywczy i sygnał dla wzrostu roślin. The Plant Cell. 7, 859.

Crovadore, J., Calmin, G., Cochard, B., Chablais, R., Grizard, D., Berthon, J.Y., Lefort, F. 2015. Whole-genome sequence of Pseudomonas putida strain UASWS0946, a highly ammonia-tolerant nitrifying bacterium isolated from sewage sludge aerobic granules. Genome Announcements. 3, e01153-15.

Daebeler, A., Bodelier, P.L., Yan, Z., Hefting, M.M., Jia, Z., Laanbroek, H.J. 2014. Interactions between Thaumarchaea, Nitrospira and methanotrophs modulate autotrophic nitrification in volcanic grassland soil. The ISME Journal. 8, 2397-2410.

Dalias, P., Anderson, J.M., Bottner, P., Coûteaux, M.M. 2002. Temperature responses of net nitrogen mineralization and nitrification in conifer forest soils incubated under standard laboratory conditions. Soil Biology and Biochemistry. 34, 691-701.

De Boer, W., Kowalchuk, G. 2001. Nitryfikacja w glebach kwaśnych: mikroorganizmy i mechanizmy. Soil Biology and Biochemistry. 33, 853-866.

De La Torre, J.R., Walker, C.B., Ingalls, A.E., Könneke, M., Stahl, D.A. 2008. Cultivation of a thermophilic ammonia oxidizing archaeon synthesizing crenarchaeol. Environmental Microbiology. 10, 810-818.

Di, H.J., Cameron, K.C., Podolyan, A., Robinson, A. 2014. Effect of soil moisture status and a nitrification inhibitor, dicyandiamide, on ammonia oxidizer and denitrifier growth and nitrous oxide emissions in a grassland soil. Soil Biology and Biochemistry. 73, 59-68.

Di, H.J., Cameron, K.C., Shen, J.P., Winefield, C.S., O’Callaghan, M., Bowatte, S., He, J.Z. 2010. Ammonia-oxidizing bacteria and archaea grow under contrasting soil nitrogen conditions. FEMS Microbiology Ecology. 72, 386-394.

Drotz, S.H., Sparrman, T., Nilsson, M.B., Schleucher, J., Öquist, M.G. 2010. Both catabolic and anabolic heterotrophic microbial activity proceed in frozen soils. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 21046-21051.

Emmer, I., Tietema, A. 1990. Temperature-dependent nitrogen transformations in acid oak-beech forest litter in the Netherlands. Plant and Soil. 122, 193-196.

Erguder, T.H., Boon, N., Wittebolle, L., Marzorati, M., Verstraete, W. 2009. Environmental factors shaping the ecological niches of ammonia-oxidizing archaea. FEMS Microbiology Reviews. 33, 855-869.

Gilliam, F.S., Galloway, J.E., Sarmiento, J.S. 2015. Variation with slope aspect in effects of temperature on nitrogen mineralization and nitrification in mineral soil of mixed hardwood forests. Canadian Journal of Forest Research. 45, 958-962.

Hassan, W., Hussain, M., Bashir, S., Shah, A., Bano, R., David, J. 2015. ACC-deaminaza i/lub rizobakterie wiążące azot a wzrost pszenicy (Triticum Aestivum L.). Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 15, 232-248.

Head, I.M., Hiorns, W.D., Embley, T.M., Mccarthy, A.J., Saunders, J.R. 1993. The phylogeny of autotrophic ammonia-oxidizing bacteria as determined by analysis of 16S ribosomal RNA gene sequences. Microbiology. 139, 1147-1153.

Hu, H.W., Macdonald, C.A., Trivedi, P., Holmes, B., Bodrossy, L., He, J.Z., Singh, B.K. 2015. Water addition regulates the metabolic activity of ammonia oxidizers responding to environmental perturbations in dry subhumid ecosystems. Environmental microbiology. 17, 444-461.

Justice, J.K., Smith, R. 1962. Nitryfikacja siarczanu amonu w glebie wapiennej pod wpływem kombinacji wilgotności, temperatury i poziomów dodanego azotu. Soil Science Society of America Journal. 26, 246-250.

Kielland, K., Olson, K., Ruess, R.W., Boone, R.D. 2006. Contribution of winter processes to soil nitrogen flux in taiga forest ecosystems. Biogeochemistry. 81, 349-360.

Kladivko, E.J., Keeney, D.R. 1987. Soil nitrogen mineralization as affected by water and temperature interactions. Biology and Fertility of Soils. 5, 248-252.

Knief, C. 2014. Analiza interakcji mikroorganizmów roślinnych w dobie technologii sekwencjonowania następnej generacji. Frontiers in Plant Science. 5, 216.

Könneke, M., Bernhard, A.E., José, R., Walker, C.B., Waterbury, J.B., Stahl, D.A. 2005. Isolation of an autotrophic ammonia-oxidizing marine archaeon. Nature. 437, 543-546.

Kowalchuk, G.A., Stephen, J.R. 2001. Ammonia-oxidizing bacteria: a model for molecular microbial ecology. Annual Reviews in Microbiology. 55, 485-529.

Leininger, S., Urich, T., Schloter, M., Schwark, L., Qi, J., Nicol, G., Prosser, J., Schuster, S., Schleper, C. 2006. Archaea predominate among ammonia-oxidizing prokaryotes in soils. Nature. 442, 806-809.

Lobos Ortega, I., Alfaro, M., Martinez-Lagos, J. 2016. Soil nitrogen contribution to grasslands and its implication for nitrogen use efficiency. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16, 310-322.

Malhi, S., Mcgill, W. 1982. Nitryfikacja w trzech glebach Alberty: wpływ temperatury, wilgotności i stężenia substratów. Soil Biology and Biochemistry. 14, 393-399.

Marcos, M.S., Bertiller, M.B., Cisneros, H.S., Olivera, N.L. 2016. Nitryfikacja i przesunięcie bakterii utleniających amoniak w odpowiedzi na wilgotność gleby i jakość ściółki roślinnej w jałowych glebach z Patagonian Monte. Pedobiologia. 59, 1-10.

Matheson, F., Nguyen, M., Cooper, A., Burt, T. 2003. Short-term nitrogen transformation rates in riparian wetland soil determined with nitrogen-15. Biology and Fertility of Soils. 38, 129-136.

Matsuno, T., Horii, S., Sato, T., Matsumiya, Y., Kubo, M. 2013. Analysis of nitrification in agricultural soil and improvement of nitrogen circulation with autotrophic ammonia-oxidizing bacteria. Applied Biochemistry and Biotechnology. 169, 795-809.

Mørkved, P.T., Dörsch, P., Bakken, L.R. 2007. The N2O product ratio of nitrification and its dependence on long-term changes in soil ph. Soil Biology and Biochemistry, 39, 2048-2057.

Myers, R. 1975. Wpływ temperatury na amonifikację i nitryfikację w tropikalnej glebie. Soil Biology and Biochemistry. 7, 83-86.

Nicol, G.W., Leininger, S., Schleper, C., Prosser, J.I. 2008. The influence of soil pH on the diversity, abundance and transcriptional activity of ammonia oxidizing archaea and bacteria. Environmental microbiology. 10, 2966-2978.

Norton, J.M., Stark, J.M. 2011. Regulation and measurement of nitrification in terrestrial systems. Methods in Enzymology. 486, 343-368.

Noyes, H., Conner, S. 1919. Azotany, nitryfikacja i zawartość bakterii w pięciu typowych glebach kwaśnych pod wpływem wapna, nawozów, upraw i wilgotności. Journal of Agricultural Research. 16, 27-60.

Osborne, B.B., Baron, J.S., Wallenstein, M.D. 2016. Moisture and temperature controls on nitrification differ among ammonia oxidizer communities from three alpine soil habitats. Frontiers of Earth Science. 10, 1-12.

Philips, S., Wyffels, S., Sprengers, R., Verstraete, W. 2002. Oxygen-limited autotrophic nitrification/denitrification by ammonia oxidisers enables upward motion towards more favourable conditions. Applied Microbiology and Biotechnology. 59, 557-566.

Pietikäinen, J., Pettersson, M., Bååth, E. 2005. Comparison of temperature effects on soil respiration and bacterial and fungal growth rates. FEMS Microbiology Ecology. 52, 49-58.

Post, W.M., Pastor, J., Zinke, P.J., Stangenberger, A.G. 1985. Global patterns of soil nitrogen storage. Nature. 317, 613-616.

Prosser, J.I., Nicol, G.W. 2012. Archaeal and bacterial ammonia-oxidisers in soil: the quest for niche specialisation and differentiation. Trends in Microbiology. 20, 523-531.

Robertson, G. 1982. Nitryfikacja w ekosystemach leśnych. Philosophical Transactions of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 296, 445-457.

Rumpel, C., Crème, A., Ngo, P., Velásquez, G., Mora, M., Chabbi, A. 2015. The impact of grassland management on biogeochemical cycles involving carbon, nitrogen and phosphorus. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 15, 353-371.

Sayavedra-Soto, L., Hommes, N., Alzerreca, J., Arp, D., Norton, J.M., Klotz, M. 1998. Transcription of the amoc, amoa and amob genes in Nitrosomonas europaea and Nitrosospira sp. Npav. FEMS Microbiology Letters. 167, 81-88.

Schadt, C.W., Martin, A.P., Lipson, D.A., Schmidt, S.K. 2003. Seasonal dynamics of previously unknown fungal lineages in tundra soils. Science. 301, 1359-1361.

Schimel, J.P., Firestone, M.K., Killham, K.S. 1984. Identification of heterotrophic nitrification in a Sierran forest soil. Applied and Environmental Microbiology. 48, 802-806.

Schütt, M., Borken, W., Spott, O., Stange, C.F., Matzner, E. 2014. Temperature sensitivity of C and N mineralization in temperate forest soils at low temperatures. Soil Biology and Biochemistry. 69, 320-327.

Shen, J.P., Zhang, L.M., Di, H.J., He, J.Z. 2012. A review of ammonia-oxidizing bacteria and archaea in Chinese soils. Frontiers in Microbiology. 3, 1-7.

Smith, R.L., Smith, T.M., Thomas, M.S. 1998. Elements of Ecology.

Stahl, D.A., De La Torre, J.R. 2012. Physiology and diversity of ammonia-oxidizing archaea. Annual Review of Microbiology. 66, 83-101.

Stark, J.M. 1996. Modeling the temperature response of nitrification. Biogeochemistry. 35, 433-445.

Stark, J.M., Firestone, M.K. 1995. Mechanisms for soil moisture effects on activity of nitrifying bacteria. Applied and environmental microbiology. 61, 218-221.

Stark, J.M., Firestone, M.K. 1996. Kinetic characteristics of ammonium-oxidizer communities in a California oak woodland-annual grassland. Soil Biology and Biochemistry. 28, 1307-1317.

Ste-Marie, C., Paré, D. 1999. Soil, ph and N availability effects on net nitrification in the forest floors of a range of boreal forest stands. Soil Biology and Biochemistry. 31, 1579-1589.

Stutzer, A. & Hartleb, R. 1896. Ueber nitratbildung. Zen-tralbl. Bakteriol. Parasitenkd. Infektionskr. Hyg. Abt. 2, 701.

Teske, A., Alm, E., Regan, J., Toze, S., Rittmann, B., Stahl, D. 1994. Evolutionary relationships among ammonia- and nitrite-oxidizing bacteria. Journal of Bacteriology. 176, 6623-6630.

Thangarajan, R., Bolan, N.S., Naidu, R., Surapaneni, A. 2015. Effects of temperature and amendments on nitrogen mineralization in selected Australian soils. Environmental Science and Pollution Research. 22, 8843-8854.

Tourna, M., Freitag, T.E., Nicol, G.W., Prosser, J.I. 2008. Growth, activity and temperature responses of ammonia-oxidizing archaea and bacteria in soil microcosms. Environmental Microbiology. 10, 1357-1364.

Treusch, A.H., Leininger, S., Kletzin, A., Schuster, S.C., Klenk, H.P., Schleper, C. 2005. Novel genes for nitrite reductase and Amo-related proteins indicate a role of uncultivated mesophilic crenarchaeota in nitrogen cycling. Environmental Microbiology. 7, 1985-1995.

Van Niel, E., Braber, K., Robertson, L., Kuenen, J. 1992. Heterotrophic nitrification and aerobic denitrification in Alcaligenes faecalis strain TUD. Antonie van Leeuwenhoek. 62, 231-237.

Venter, J.C., Remington, K., Heidelberg, J.F., Halpern, A.L., Rusch, D., Eisen, J.A., Wu, D., Paulsen, I., Nelson, K.E., Nelson, W. 2004. Environmental genome shotgun sequencing of the Sargasso Sea. Science. 304, 66-74.

Von Lützow, M., Kögel-Knabner, I. 2009. Wrażliwość rozkładu materii organicznej w glebie na temperaturę – co wiemy? Biology and Fertility of Soils. 46, 1-15.

Wu, Q., Xia, G., Chen, T., Wang, X., Chi, D., Sun, D. 2016. Wykorzystanie azotu i kształtowanie plonu ryżu odpowiedź na efekty sprzężenia zeolitu i azotu: Enhancement in nitrogen use efficiency. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16, 999-1009.

Yao, H., Campbell, C.D., Qiao, X. 2011. Soil pH controls nitrification and carbon substrate utilization more than urea or charcoal in some highly acidic soils. Biology and Fertility of Soils. 47, 515-522.

Zhang, J.B., Cai, Z.C., Zhu, T.B., Yang, W.Y., Müller, C. 2013a. Mechanisms for the retention of inorganic N in acidic forest soils of southern China. Scientific Reports. 3, 1-8.

Zhang, J., Müller, C., Cai, Z. 2015. Heterotroficzna nitryfikacja organicznego N i jej udział w emisji podtlenku azotu w glebach. Soil Biology and Biochemistry. 84, 199-209.

Zhang, J., Sun, W., Zhong, W., Cai, Z. 2014. The substrate is an important factor in controlling the significance of heterotrophic nitrification in acidic forest soils. Soil Biology and Biochemistry. 76, 143-148.

Zhang, L.M., Hu, H.W., Shen, J.P., He, J.Z. 2012. Ammonia-oxidizing archaea have more important role than ammonia-oxidizing bacteria in ammonia oxidation of strongly acidic soils. The ISME Journal. 6, 1032-1045.

Zhang, Y., Zhang, J., Meng, T., Zhu, T., Müller, C., Cai, Z. 2013b. Heterotrophic nitrification is the predominant NO3- production pathway in acid coniferous forest soil in subtropical China. Biology and Fertility of Soils. 49, 955-957.

Zhu, T., Meng, T., Zhang, J., Zhong, W., Müller, C., Cai, Z. 2015. Fungi-dominant heterotrophic nitrification in a subtropical forest soil of China. Journal of Soils and Sediments. 15, 705-709.