Systemy komórkowe dla inwazji nabłonka

Inwazja nabłonka jako mechanizm wielokomórkowy

W rozwoju zwierzęcym, od najwcześniejszych stadiów blastocysty lub blastodermy aż do ostatnich stadiów organogenezy, zarodki organizują się w warstwy nabłonka. Nabłonek jest szeroko definiowany. Może być arkuszem komórek prostopadłościennych, kolumnowych lub płaskich (spłaszczonych), może zawierać mieszaninę komórek o różnym kształcie i wysokości, sprawiając wrażenie wielowarstwowego (pseudostratyfikacja), a nawet może składać się z któregoś z powyższych elementów w wielu warstwach i być prawdziwie warstwowy. Jednak na wszystkich etapach i we wszystkich typach nabłonka rozwój anatomii opiera się na zdolności nabłonka do samozginania się w fałdy, grzbiety, doły i rurki. Jako budulec morfogenezy, zginanie nabłonka tworzy prawie każdy organ, od prymitywnej rurki jelitowej, która tworzy pierwotną oś ciała podczas gastrulacji, do najdrobniejszych porów, które są mieszkami włosowymi na skórze. Gięcie nabłonka jest oczywiście procesem wielokomórkowym, w którym wiele połączonych komórek koordynuje swoje zachowania, aby zmienić kształt tkanki. Mówiąc inaczej, zginanie nabłonka jest właściwością emergentną systemu komórek, których działania nie da się opisać na niższych poziomach: sieci genów i klasyczna (w dużej mierze subkomórkowa) biologia komórki nie są w stanie w pełni uchwycić procesu zginania nabłonka. Co znamienne, mimo że jest to proces bardzo rozpowszechniony, nasze szczegółowe opisy i mechanistyczne zrozumienie zginania nabłonka są ograniczone do raczej niewielu przypadków i typów.

Aspekty zginania nabłonka prowadzące zarówno do inwazji (składanie do wewnątrz), jak i ewaginacji (składanie na zewnątrz) zostały przejrzane wcześniej. Ten przegląd koncentruje się na zginaniu, które skutkuje inwazyjnością nabłonka, z punktu widzenia zachowań komórkowych. Nasze podsumowanie rozpoczynamy od dość dobrze opisanego zwężenia koniuszkowego, poprzez apikalne wyboczenie napędzane kablem, skracanie komórek przez inne mechanizmy i zaklinowanie podstawne, poprzez apikalne/podstawne pęczkowanie i pionowe teleskopowanie, aż do stosunkowo nowej i mało scharakteryzowanej interkalacji suprabazalnej. Kolejność ta odzwierciedla hierarchię złożoności nabłonka od monowarstwy do struktury pseudostratyfikacyjnej, a w końcu warstwowej. Odzwierciedla również hierarchię złożoności w zaangażowanych procesach komórkowych.

Zwężenie wierzchołkowe

Zwężenie wierzchołkowe definiuje się jako mechanizm, w którym komórki nabłonka ulegają apikalnemu skurczeniu przy zachowaniu mniej więcej stałej objętości. Ostatnio ukazało się kilka dobrych recenzji na temat zwężenia koniuszka i czytelnik jest kierowany do nich w celu uzyskania wyczerpującej analizy. Tutaj nakreślimy kilka istotnych cech.

Wcześniejsze dwuwymiarowe modele fizyczne wykonane przy użyciu stalowych prętów i gumowych rurek wykazały, że zróżnicowane napięcie między powierzchniami apikalnymi i bazalnymi komórek nabłonka doprowadziłoby do wygięcia nabłonka, pod warunkiem, że objętość i wysokość komórek zostały zachowane. Ponadto, wczesne obserwacje zginania nabłonka w różnych organach i organizmach wykazały, że komórki w zginającej się tkance, które mają kształt klina, mają powierzchowną warstwę żelu po wklęsłej stronie krzywizny. Ta kurcząca się warstwa żelowa została później odkryta jako składająca się z filamentów aktyny, działających w porozumieniu z białkiem motorycznym miozyną II w celu wygięcia nabłonka (rysunek 1). Apikalne wzbogacenie aktomiozyny i kurczliwość stały się cechami definiującymi zwężenie apikalne. Regulacja cytoszkieletu aktomiozyny jest złożona, ale wśród licznych regulatorów, rekrutacja tej maszynerii kurczliwej jest szczególnie promowana przez Rock i Shroom . Dalsze badania wykazały, że podczas gdy Shroom jest zarówno konieczny, jak i wystarczający do apikalnego rozmieszczenia sieci kurczliwej aktomiozyny, inne cząsteczki bardzo często funkcjonują w pozycjonowaniu różnych elementów tej maszynerii w odpowiednim miejscu. Na przykład, GTPaza Rho i katenina p120 są wymagane do apikalnej lokalizacji miozyny II w komórce. BMP, działając upstream of Rock w inwazji łożyska otic otic (neuroepithelial) kurczaka, wydaje się być wymagane do apikalnej lokalizacji aktyny niezależnie od roli w specyfikacji typu komórki .

Rysunek 1.

Rysunek 1. Klasyczne zwężenie apikalne. W monowarstwie, w której komórki utrzymują stałą objętość, nagromadzona siateczka aktomiozyny na apikalnym końcu komórek zwęża się, dając początek komórkom w kształcie klina. To wymusza na nabłonku wklęsłą powierzchnię wierzchołkową z powiększoną powierzchnią podstawną. Czerwony, aktomiozyna (zauważ wzbogacenie po stronie apikalnej komórek); niebieski, blaszka podstawna; fioletowy, jądro.

Żywe obrazowanie inwoluujących tkanek dostarczyło coraz bardziej wyrafinowanego obrazu tego, jak odbywa się zwężenie apikalne. Na przykład, przez długi czas zakładano, że komórki ulegają apikalnemu zwężeniu w wyniku przypominającego strunę torebkową skurczu włókien aktyny wokół obwodu powierzchni apikalnej. Obrazowanie na żywo w gastrulacji Drosophila ujawniło, że zamiast włókien okalaj±cych, apikalna siateczka włókien ¶rednicowych odgrywa dominuj±c± rolę w zwężaniu powierzchni apikalnej (chociaż nie ma obecnie podobnych dowodów u kręgowców). Proces skurczu jest również mniej prosty niż kiedyś sądzono. Zamiast płynnego i synchronicznego skurczu, ostatnio wykazano, że pojedyncze komórki przechodzą przejściowe impulsy zapadkowego zwężenia asynchronicznie z ich sąsiadami. Po zainicjowaniu skurczu, stan skurczony jest stabilizowany pomiędzy impulsami, tak że wynikiem netto jest zmniejszenie powierzchni apikalnego końca komórki. Napięcie z tych pojedynczych skurczów jest prawdopodobnie przenoszone apikobazalnie przez przesunięcie cytoplazmatyczne, przynajmniej tak, jak to widać w mezodermie Drosophila; jednocześnie napięcie jest przenoszone w płaszczyźnie tkanki przez sieć aktomiozyny, która jest montowana w poszczególnych komórkach i połączona międzykomórkowo przez połączenia adhezyjne, aby zgiąć całą tkankę.

Rozluźnienie podstawne

Jeśli objętość komórek ma być zachowana, zwężeniu apikalnemu musi towarzyszyć albo rozszerzenie podstawne, albo wzrost wysokości (lub oba). Wzrost wysokości zaobserwowano w łożyskach tchawicy i ślinianek przed inwolucją w zarodkach muchy, a to, co nazywamy tutaj „relaksacją podstawową”, w której podstawowa sieć aktyny lub miozyny jest aktywnie demontowana (rysunek 2), zostało zgłoszone jako zaangażowane w inwolucję łożyska otchłaniowego kurczaka i tworzenie bruzdy brzusznej Drosophila w gastrulacji. W pęcherzyku wydalniczym kurcząt, podstawowa relaksacja poprzedza apikalne zwężenie i zależy od sygnałów FGF prezentowanych na poziomie podstawowym, a więc nie wydaje się być koniecznie powiązana z wydarzeniami apikalnymi, w tym z późniejszym zwężeniem. W gastrulacji Drosophila, jednakże, redukcja intensywności miozyny bazalnej i z kolei sztywności bazalnej towarzyszy apikalnemu zwężeniu i rozszerza powierzchnię bazalną, fazę, która bardzo prawdopodobnie inicjuje przejście od kolumnizacji komórek do ich skracania i inwaginacji. Ostatnia praca Lomakina i wsp. sugeruje, że akumulacja aktomiozyny w jednej części komórki podczas migracji powoduje jej wyczerpanie w innej. Może to być sposób, w jaki relaksacja podstawowa może wywołać lub być konieczna dla późniejszego zwężenia koniuszka podczas inwazji. Niepublikowane modelowanie komputerowe fałdowania nabłonka w nabłonku tarczy skrzydła zasugerowało, że relaksacja podstawna w tym kontekście może być w rzeczywistości mechanicznie ważniejsza niż zwężenie apikalne (Guillaume Salbreux 2016, komunikacja osobista).

Rysunek 2.

Rysunek 2. Relaksacja podstawowa. Relaksacja podstawna jest obserwowana jako etap poprzedzający zwężenie apikalne w niektórych kontekstach. Aktywna dezintegracja F-aktyny na bazalnym końcu komórek ułatwia klinowanie się tych komórek, jak również późniejsze apikalne gromadzenie się kabli aktomiozyny, które następnie deformują nabłonek. Czerwone linie ciągłe, F-aktyna; czerwona krzywa przerywana, zdekompletowane filamenty aktynowe po bazalnej stronie komórek; niebieski, blaszka podstawna; fioletowy, jądro.

Apical cable-driven buckling

W wielu kontekstach, kurczliwość wielu komórek jest koordynowana przez „kable” aktomiozyny. Kable aktomiozyny są ponadkomórkowymi strukturami zawartymi w poszczególnych komórkach, które wyrównują się pomiędzy sąsiadującymi komórkami i są prawdopodobnie połączone poprzez specyficzne połączenia, chociaż jak są one połączone na poziomie molekularnym jest nadal nieznane. Te struktury ponadkomórkowe zostały zaobserwowane nie tylko podczas inwazji, ale także w innych procesach, w celu koordynacji skurczu.

Jednym z przykładów inwazji napędzanej przewodami aktomiozyny jest zamknięcie cewy nerwowej kurczaka, w którym przyśrodkowo zorientowane przewody miozyny biegną kilka długości komórek, promując interkalację komórek przyśrodkowo w celu zarówno wydłużenia cewy nerwowej (rozszerzenie zbieżne) i wygięcia neuroepitelium przyśrodkowo. Ten planarno-polaryzowany skurcz kabli aktomiozyny jest promowany przez sygnalizację PCP, a także spolaryzowaną dystrybucję Celsr1 i ROCK .

Nabłonek w rozwijającej się Drosophila wykorzystuje zwężenie w połączeniu z rearanżacją komórkową i zaokrąglaniem komórek w celu osiągnięcia inwazji wielu dołków tchawicy, które później utworzą sieć tchawicy, przez którą tlen dyfunduje w kierunku tkanek muchy . Przed rozpoczęciem inwazji, komórki w placodzie wchodzą w stan spoczynku mitotycznego. Krótkie, obwodowo ułożone łuki przewodów aktomiozynowych tworzą się przejściowo, gdy grupy kilku komórek interkalują (również obwodowo) wokół tworzącego się dołka. Następnie dochodzi do silnego zwężenia wierzchołków komórek w samym centrum placody i mniej ścisłego zwężenia wierzchołków w komórkach bezpośrednio otaczających, tworząc płytkie zagłębienie tchawicze. Komórki inaginujące w centrum ulegają mitotycznemu zaokrąglaniu, które przyspiesza proces, powodując gwałtowny spadek wysokości komórek, kończąc inaginację w szybkiej fazie. Wykazano, że to właśnie zaokrąglanie się komórek mitotycznych, a nie podziały komórkowe, napędza szybką fazę inwazji. Można spekulować, że zaokr±glone komórki czyni± nabłonek strukturalnie słabszym. Maj± one mniej sztywny cytoszkielet korowy, mniej kolumnowy kształt (przerzedzenie nabłonka) i prawdopodobnie słabsze przyleganie do s±siadów. Mogą więc działać jako punkty wyboczenia, w których nabłonek wygina się z mniejszym oporem wobec napięcia utrzymywanego przez kable obwodowe w otaczających nie dzielących się komórkach (rysunek 3).

Rysunek 3.

Rysunek 3. Apikalne wyboczenie napędzane kablem, przypadek 1. W rozwijającym się kanale tchawicy Drosophila, kable apikalne (struktury aktomiozyny ułożone w przyległych komórkach) generują zwężenie, które zgina i wyboczy blaszkę nabłonka wspomagane przez mitotyczne zaokrąglanie komórek. (a) Bezpośrednio przed inwazj±, komórki w łożysku tchawicy przechodz± okres spokoju mitotycznego. (b) Ograniczona liczba komórek w centrum łożyska zwęża się następnie koniuszkowo. Siła kurczliwości łuków kabla aktomiozynowego dalej od centrum (czerwona kropka w widoku z boku, przekrój kabla; ramka po prawej, widok łuków kabla od strony twarzy) pomaga w ściśnięciu komórek w kierunku centrum inaginacji. (c) Inwazyjne komórki zaokrąglają się podczas mitozy, powodując gwałtowny spadek wysokości komórki i jednoczesne deformowanie sąsiadów. Red, actomyosin; blue, basal lamina; purple, nucleus/mitotic spindle; *, apical constriction; red, cross sections through actomyosin cable arcs.

Cell shortening

Folding of the Drosophila leg epithelium to make joints between segments represents another variation of cellular constriction, which is in this case whole-cell shrinkage coupled with apoptosis . Podczas morfogenezy nabłonka odnóży Drosophila, apoptoza jest konieczna, ale nie wystarczająca do wystąpienia zwężenia apikalnego, a stosunkowo niedawne doniesienie opisuje apikobazalny „kabel” aktomiozyny biegnący pionowo przez środek komórki w miejscu składania (rysunek 4), który wydaje się wywierać pionową siłę ciągnącą w dół na apikalną powierzchnię sąsiednich komórek. Te pionowe „kable” nie powinny być mylone z planarnymi łukami kabli aktomiozynowych, o których mowa w §4 i są całkowicie nowymi strukturami jednokomórkowymi, których struktura i dynamika pozostają do zbadania. Podobnie jak w przypadku komórek zaokrąglających się mitotycznie, komórka apoptotyczna byłaby przypuszczalnie strukturalnie słabsza od swoich nieapoptotycznych sąsiadów i dlatego mogłaby służyć jako punkt wyboczenia; jednakże apikobazalny „kabel” wskazuje na bardziej aktywny mechanizm, podobnie jak fakt, że komórka apoptotyczna nie jest wyciskana. Wydaje się prawdopodobne, że kabel aktomiozynowy ma aktywną rolę do odegrania w wyboczeniu napędzanym apoptozą.

Rysunek 4.

Rysunek 4. Apical cable-driven buckling, przypadek 2. Niektóre tkanki, w tym fałdowanie we wczesnym nabłonku nóg Drosophila, wykorzystują apoptozę do wspomagania zwężenia apikalnego. Uważa się, że siły mechaniczne, które zginają nabłonek w tym przypadku są wytwarzane przez apikobazalnie zorientowany przewód aktomiozyny (bladoniebieski) w umierającej komórce, który działa jako (niekoniecznie pasywny) punkt wyboczenia inwaginacji. Czerwony, aktomiozyna; ciemnoniebieski, lamina podstawna; bladoniebieska linia, apoptotyczny przewód aktomiozyny; pomarańczowy, fragmenty apoptotyczne; fioletowy, jądro.

Skracanie komórek obserwowano również w innych przypadkach inwazji nabłonka. W gastrulacji małży Sherrard i wsp. wykazali, że apikalne zwężenie komórek endodermalnych w rzeczywistości nie napędza procesu inwazji; raczej bazolateralna akumulacja miozyny prowadzi do apikobazalnego skrócenia komórek i zapoczątkowuje inwazję. W jeszcze innym mechanizmie, fałdy grzbietowe we wczesnym zarodku Drosophila na początku gastrulacji są inicjowane przez bazalne przesunięcie połączeń adherencyjnych inaginujących komórek, prowadzące do niedopasowania pozycji połączeń z sąsiednimi komórkami, co pomaga napędzać wyboczenie tkanki. Chociaż wykazano, że pozycje połączeń adherencyjnych są regulowane przez białka polaryzacji Par1 i Bazooka, mechanizm fizyczny pozostaje do zbadania.

Podstawowe klinowanie

Komórki w kształcie krawędzi w tkance inaginującej są nieuniknioną konsekwencją geometrii tkanki i niekoniecznie wskazują na zwężenie apikalne. Podczas rozwoju cewy nerwowej dochodzi do procesu zwanego zaklinowaniem podstawnym, w którym występuje zaklinowanie całkiem odmienne od zwężenia apikalnego. W linii środkowej znacznej części tworzącego się cewy nerwowej amniota, nabłonek wygina się ostro, tworząc coś, co znane jest jako środkowy punkt zawiasowy (MHP). Komórki w tych pozycjach zawiasowych są prawie wszystkie klinowate, podczas gdy ich sąsiedzi mają różne kształty, głównie wrzecionowate, co odzwierciedla pseudostratyfikacyjny charakter tego nabłonka (ryc. 5). Co ważne, komórki są bardzo ciasno upakowane w płaszczyźnie nabłonka i są tak wąskie, że każda komórka wybrzusza się wokół swojego jądra. Klinowy kształt komórek punktu zawiasowego jest, przynajmniej w znacznym stopniu, wynikiem podstawnie położonych jąder. Wydaje się to być związane z interkinetyczną migracją jąder, która polega na apikobazalnym przemieszczaniu się jądra w miarę postępu cyklu komórkowego: komórki dzielą się apikalnie, a kiedy są w fazie S, jądro przebywa w podstawie i, zgodnie z tym, komórki w zawiasie spędzają więcej czasu w fazie S. Cykl podziału komórkowego został w podobny sposób włączony do morfogenezy zakrętu pucharu wzrokowego. Jednakże, czy kontrola cyklu komórkowego jest koniecznym lub jedynym czynnikiem wpływającym na apikobazalną pozycję jądra, pozostaje kwestią otwartą. Co ważne, zaklinowanie podstawne zostało eksperymentalnie odróżnione od zwężenia koniuszkowego przez odkrycie, że hamowanie polimeryzacji aktyny, powodując jednocześnie, że większość cewy nerwowej otwiera się, a powierzchnie koniuszkowe rozszerzają się w całej płytce nerwowej, nie zniosło zginania w punkcie zawiasu przyśrodkowego. Pokazuje to również, że zginanie zawiasu środkowego jest wewnętrzne, ponieważ rozluźnienie otaczającego nabłonka odłącza zawias środkowy od sił zewnętrznych i że zaklinowanie podstawne występuje inaczej niż zwężenie koniuszkowe.

Rysunek 5.

Rysunek 5. Zaklinowanie podstawne. Klinowanie podstawne występuje w przyśrodkowych i grzbietowo-bocznych punktach zawiasowych płytki neuronalnej podczas zamykania cewy nerwowej. Komórki w pseudostratyfikowanej płytce neuronalnej są ciasno upakowane i wybrzuszają się tylko wokół jądra, które porusza się w kierunku apikobazalnym w miarę postępu cyklu komórkowego i przebywa w fazie S. Komórki w punkcie przegubu pozostają w fazie S dłużej niż ich sąsiedzi, przez co nabierają kształtu klina z podstawnymi jądrami, co skutkuje powstaniem fałdu w punkcie przegubu. Niebieski, blaszka podstawna; fioletowy, jądro.

Pertical telescoping and apical/basal bunching

Interesujące jest to, że w niektórych przednio-tylnych regionach cewy nerwowej istnieją również grzbietowo-boczne punkty zawiasowe, które nie wiążą się ani z zaklinowaniem podstawnym, ani z (wrażliwym na cytochalazynę) zwężeniem apikalnym. Chociaż zewnątrzpochodna siła pchająca z obrzeżnej ektodermy została zasugerowana jako mechanizm zginania, nowsze dowody przemawiały przeciwko temu i sugerowały, że zróżnicowane upakowanie komórek generowane przez proliferację komórek i translokację w cewce nerwowej myszy prowadzi do składania struktury .

Powiązane z tym, w 1986 Jacobson, Oster i wsp. opisali u żab Xenopus zachowanie komórkowe dla uniesienia fałdu neuronalnego (boczny początek neurulacji), które nazwali „tractoring”. Termin „traktorowanie” został podchwycony i użyty ponownie w kontekście wyginania się nabłonka w gastrulacji jeżowca w dwóch kolejnych pracach. To, czego dotyczą te trzy prace, warte jest szczegółowego rozważenia (patrz następny paragraf). Niestety, termin „traktoring” został również użyty w tej samej pracy z 1986 roku do opisania nie tylko zachowań komórek jako takich, ale również spekulatywnego mechanizmu subkomórkowego, który mógłby je napędzać. W tym spekulatywnym użyciu terminu „traktorowanie”, kora komórkowa przepływa jak gąsienica wokół komórki, aby przesunąć komórkę względem jej sąsiadów. Trudno jest wyobrazić sobie traktowanie kory w nabłonkach z ciasnymi połączeniami, które uniemożliwiałyby ruch kory, a pomysł ten nigdy nie był kontynuowany (chociaż nabłonki embrionalne, szczególnie w embrionach ssaków, często nie mają ciasnych połączeń i mogą mieć bardziej labilne przyleganie). Niedawno opublikowana praca ożywiła ideę traktorowania korowego dla izolowanych komórek migrujących w zamkniętych przestrzeniach. Aby uniknąć zamieszania, porzucimy całkowicie termin „traktorowanie” (z wyjątkiem cudzysłowu, gdzie użyli go autorzy). Zamiast tego proponujemy dwa nowe terminy, ponieważ rzeczywiście mamy do czynienia z dwoma zachowaniami komórek – mianowicie pionowym teleskopowaniem i bazalnym (lub apikalnym) pęczkowaniem.

Efektem opisanym przez Jacobsena i wsp. jako występującym podczas zginania płytek neuronalnych było to, że komórki przesuwają się pionowo obok siebie, podobnie do sposobu, w jaki robią to stopnie wznoszących się ruchomych schodów, tworząc zbocze lub zakręt. Innym użytecznym sposobem opisania tego zjawiska jest to, że nabłonek rozci±ga się w dół poprzez pionowe przemieszczenie, efektywne ¶cinanie, pomiędzy jego komórkami zorganizowanymi wokół ¶rodka inaginacji, podobnie jak teleskop rozci±ga się poprzez przesuwanie się jego sekcji (rysunek 6a). Proponujemy „teleskopowanie pionowe” jako termin dla tego procesu, aby uchwycić ideę nie tylko pionowego „ścinania”, ale także jego koncentrycznego ułożenia. Faktyczne ścinanie między komórkami jest mało prawdopodobne: pionowy ruch komórek znacznie bardziej przypomina klasyczną migrację komórek, w której komórki pełzają lub toczą się po ustalonych punktach przylegania, a ruch odbywa się poprzez wysuwanie bazalnych lub apikalnych wypustek (ryc. 6b, c). Mamy pewne wstępne dowody na pionowe teleskopowanie występujące w morfogenezie zębów i inwazji gruczołów ślinowych (E. Panousopoulou, J.Li i J.B.A. Green 2016, dane niepublikowane). Wspomniane wyżej obserwacje w neuronie bocznym myszy są spójne z tego typu mechanizmem, ale pionowy ruch podobny do ścinania pozostaje do bezpośredniej obserwacji.

Rysunek 6.

Rysunek 6. Inne mechanizmy; pionowe teleskopowanie i apikalne pęczkowanie. (a) W teleskopowaniu pionowym pionowe ścinanie pomiędzy sąsiednimi komórkami przesuwa komórki względem siebie. (b) Teleskopowanie pionowe może być wspomagane przez wypukłości podstawne wypychające sąsiednie komórki ku górze. (c) Teleskopowanie pionowe może być również wspomagane przez wypukłości wierzchołkowe, które spychają sąsiednie komórki w dół. (d) W zgrupowaniu, komórki wysyłają apikalne lub bazalne wyrostki nad sąsiednimi komórkami, wywierając boczną siłę ściskającą sąsiednie komórki i wyginającą blaszkę nabłonka. Czerwony, aktomiozyna; niebieski, blaszka podstawna; pomarańczowy, wypukłości komórek; fioletowy, jądro.

Inny mechanizm, który został opisany terminem „traktorowanie” występuje w gastrulacji jeżowca i polega na apikalnych wypukłościach komórek „ciągnących” się dośrodkowo, zmuszając komórki do centripetalnej orientacji i w konsekwencji wyginając nabłonek (rysunek 6d) . Proces ten jest najwyraźniej modelowany jako kurczliwe rozszerzanie się komórek wierzchołkowych w drugiej pracy, w której użyto terminu „tractoring”, a my tutaj zmieniamy nazwę tego procesu na „apical bunching” (ryc. 6d), przy czym słowo „bunching” oddaje ideę gromadzenia się (wierzchołków komórek) poprzez ściskanie z zewnątrz (przez przedłużone na boki apikalne wypustki sąsiednich komórek). Pęczkowanie wierzchołkowe różni się od teleskopowania pionowego tym, że pęczkowanie powoduje zmianę kształtu bez przemieszczenia pionowego, podczas gdy teleskopowanie pionowe jest odwrotnie definiowane jako pionowe ścinanie bez zmiany kształtu. Definicje te są jednak teoretyczne: w praktyce, pełzanie boczne wypustek koniuszkowych może jednocześnie deformować i uciskać sąsiednie komórki (ryc. 6d). Pęczek apikalny różni się od zwężenia apikalnego również tym, że w pęczku siła jest zewnętrzna w stosunku do deformowanej komórki, podczas gdy w zwężeniu jest ona wewnętrzna.

Jacobson i wsp. zasugerowali również, że bazalne wypukłości komórek w płytce neuronalnej posuwają się na boki wzdłuż blaszki podstawnej, sięgając pod swoje sąsiadki. Jednym z efektów tego wydaje się być boczna kompresja tych komórek u ich podstaw, napędzając fałd neuralny do evaginate (tworząc wklęsły invagination-jak zakręt w sąsiedniej części płyty neuralnej pasywnie). Można to opisać jako 'basal bunching’ w przeciwieństwie do apical bunching, jednak nadal nie ma wyraźnych obserwacji na żywo tego zjawiska eksperymentalnie, aby potwierdzić jego istnienie.

Suprabasal intercalation: bending a multilayer epithelium

Większość z powyższych mechanizmów dotyczy albo monowarstw, albo pseudostratyfikowanych nabłonków; dlatego jedną z pozostających tajemnic jest to, jak nabłonek warstwowy, który bardzo często pojawia się we wczesnej organogenezie, jak w łożysku zęba, mieszku włosowym i gruczole sutkowym, wygina się w pączek lub rurkowate primordium organu. Ostatnie badania wykazały, że w tych zginaj±cych się epiteliach, aktyna i fosforylowana miozyna nie s± wzbogacone apikalnie w klinowato ukształtowanych komórkach warstwy podstawnej, a j±dra nie s± w przeważaj±cej mierze zlokalizowane podstawnie. W związku z tym, ani apikalne zwężenie ani bazalne zaklinowanie nie wydają się być zaangażowane w ten proces.

Teoretycznie, lokalnie podwyższona proliferacja, a dokładniej stratyfikacja, komórek powyżej warstwy podstawnej została zaproponowana jako wystarczająca do napędzania „wzrostu w dół” nabłonka (rysunek 7); rzeczywiście, badanie orientacji wrzecion w zębie trzonowym, jednym z największych łożysk organów nabłonkowych, wykazało, że podział komórek w łożysku występuje prostopadle do płaszczyzny tkanki, tworząc komórki suprabazalne (rysunek 7b) . Jednak a priori należałoby oczekiwać, że rozwarstwienie pogrubi nabłonek zarówno ku górze, jak i ku dołowi, a nawet tylko ku górze, jeśli leżąca u jego podłoża tkanka (mezenchymalna) byłaby sztywna. Co więcej, eksperymentalnie, w tej samej pracy odkryto również, że samo rozwarstwienie nie wystarcza do napędzania inwazji, a hamowanie proliferacji nie hamuje inwazji. Innymi słowy, „wzrost w dół” jest nieadekwatnym opisem wczesnej inwazji placody. Zamiast tego stwierdzono, że komórki suprabazalne generują niezbędne napięcie zginające, co ujawniło się poprzez obserwację podwyższonego poziomu aktyny i fosfomiozyny, ruchów interkalacyjnych komórek i odwijania się po fizycznym przecięciu. Wykazano, że planarne napięcie wytworzone w warstwach suprabazalnych przez planarną interkalację komórek jest przenoszone na blaszkę podstawną przez komórki warstwy podstawnej, które są zakotwiczone podstawnie, ale jednocześnie wysuwają centrycznie zorientowane wypukłości wierzchołkowe, które uczestniczą w interkalacji (ryc. 7c). Warstwa podstawna opiera się bocznemu uciskowi i musi się zginać w odpowiedzi na skurcz warstwy nadbazalnej. Topologicznie, komórki suprabazalne w ektodermalnych placodach przejmują rolę apikalnych przewodów aktomiozynowych, ale na znacznie większą skalę.

Ryc. 7.

Ryc. 7. Interkalacja suprabazalna. (a) Monowarstwa nabłonka płaskiego z komórkami lekko kolumnowymi. (b) Podział komórkowy prowadzi do pogrubienia nabłonka, tworząc placodę. (c) Komórki na brzegach łożyska (pomarańczowe) zaginają się do wewnątrz i interkalują z bardziej centralnymi komórkami, tworząc napięcie prowadzące do zagięcia; rozwarstwienie tworzy komórki nadbazalne (blade i ciemnozielone), z których część interkaluje (komórki ciemnozielone), tworząc dalsze napięcie prowadzące do pełnego zagięcia nabłonka; pola po prawej stronie pokazują interkalujące komórki; strzałki wskazują kierunek ruchu komórek. Niebieski, blaszka podstawna; zielony, komórki suprabazalne; pomarańczowy, komórki ramion; fioletowy, jądro/wrzeciono mitotyczne.

Wniosek

Jak określono w §1, podjęliśmy tutaj próbę przedstawienia krótkiego, aktualnego podsumowania głównych mechanizmów, które uważane są za zaangażowane w inwazyjność nabłonka. Warto zaznaczyć, że różne omówione tu mechanizmy niekoniecznie wykluczają się wzajemnie. Na przykład, proliferacja jest warunkiem koniecznym dla interkalacji suprabazalnej w nabłonku warstwowym, relaksacja podstawna zwykle poprzedza zwężenie apikalne, a pęczkowanie apikalne lub bazalne może działać razem ze zwężeniem apikalnym lub klinowaniem bazalnym. Hierarchia omawianych mechanizmów odzwierciedla również ograniczenia naszej wiedzy. Zwężenie wierzchołkowe jest, być może, uznawane za powszechne głównie na podstawie jego oczywistości we wczesnym rozwoju modelowych organizmów laboratoryjnych. Pozostałe mechanizmy są stopniowo mniej doceniane, ale zasługują na bardziej równorzędne traktowanie, ponieważ mogą być bardziej powszechne i ważniejsze w późniejszym rozwoju i u różnych gatunków, niż to dotychczas doceniano. Inwaginacja jest tylko jednym z typów zginania się nabłonka. Ze względów przestrzennych pominęli¶my omówienie najbardziej oczywistego, pokrewnego procesu morfogenetycznego, mianowicie ewaginacji, na przykład przez zwężenie podstawy, prowadz±ce do fałdowania tkanki na zewn±trz. Ograniczyliśmy również ten przegląd, skupiając się na zginaniu, które jest napędzane przez siły wewnętrzne. Przez „wewnętrzne” rozumiemy siły generowane w samym nabłonku (choć niekoniecznie tylko w miejscu zginania, czego przykładem jest wyboczenie napędzane linką). Poza siłami wewnętrznymi, zginanie rur takich jak jelito lub serce może być napędzane przez siły zewnętrzne w stosunku do nabłonka, takie jak siły oporu generowane w dołączonej lub otaczającej nieelastycznej tkance, gdy sam nabłonek rośnie.

Raczej niż skupić się, na przykład, na biomechanicznych aspektach zginania nabłonka lub kompleksowo przejrzeć morfogenezę nabłonka jako całość, dostarczyliśmy szkic różnych systemów komórkowych, które przez skoordynowane zachowania zespołu generują wymaganą anatomię. W przypadku niektórych z nich istnieje pewne zrozumienie mechanizmów molekularnych, ale w przypadku większości z nich związek pomiędzy subkomórkowymi procesami molekularnymi i ponadkomórkowymi rezultatami na poziomie tkanki pozostaje surowy. Jasne jest jednak, że rozważenie mechanizmu w skali ponadkomórkowej lub wielokomórkowej jest pouczające. Rozpatruj±c w ten sposób inwazje nabłonka jako systemy komórek, można zredukować oszałamiaj±c± różnorodno¶ć wydarzeń rozwojowych do niewielkiej liczby uchwytnych motywów. Identyfikacja i charakterystyka tych motywów (nawet z wariacjami) staje się zatem wykonalnym programem zarówno dla postępu eksperymentalnego, jak i teoretycznego.

Wkład autorów

Wszyscy autorzy przyczynili się do koncepcji, redagowania, rysunków i edycji manuskryptu.

Interesy konkurencyjne

Nie mamy konkurencyjnych interesów.

Fundacje

Ta praca była finansowana przez BBSRC grant nr. BB/L002965/1 to J.B.A.G.

Footnotes

One contribution of 13 to a theme issue 'Systems morphodynamics: understanding the development of tissue hardware’.

© 2017 The Authors.

Published by the Royal Society under the terms of the Creative Commons Attribution License http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/, which permits unrestricted use, provided the original author and source are credited.

  • 1
    Davidson LA. 2012Epithelial machines that shape the embryo. Trends Cell Biol. 22, 82-87. (doi:10.1016/j.tcb.2011.10.005) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 2
    Ettensohn CA. 1985Mechanisms of epithelial invagination. Q. Rev. Biol. 60, 289-307. (doi:10.1086/414426) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 3
    Fristrom D. 1988The cellular basis of epithelial morphogenesis. A review. Tissue Cell 20, 645-690. (doi:10.1016/0040-8166(88)90015-8) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 4
    Sawyer JM, Harrell JR, Shemer G, Sullivan-Brown J, Roh-Johnson M, Goldstein B. 2010Apical constriction: a cell shape change that can drive morphogenesis. Dev. Biol. 341, 5-19. (doi:10.1016/j.ydbio.2009.09.009) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 5
    Polyakov O, He B, Swan M, Shaevitz JW, Kaschube M, Wieschaus E. 2014Passive mechanical forces control cell-shape change during Drosophila ventral furrow formation. Biophys. J. 107, 998-1010. (doi:10.1016/j.bpj.2014.07.013) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 6
    Davidson LA. 2012No strings attached: nowy wgląd w morfogenezę nabłonka. BMC Biol. 10, 105. (doi:10.1186/1741-7007-10-105) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 7
    Keller R, Shook D. 2011The bending of cell sheets-from folding to rolling. BMC Biol. 9, 90. (doi:10.1186/1741-7007-9-90) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 8
    Kondo T, Hayashi S. 2015Mechanisms of cell height changes that mediate epithelial invagination. Dev. Growth Differ. 57, 313-323. (doi:10.1111/dgd.12224) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 9
    Martin AC, Goldstein B. 2014Apical constriction: themes and variations on a cellular mechanism driving morphogenesis. Development 141, 1987-1998. (doi:10.1242/dev.102228) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 10
    St Johnston D, Sanson B. 2011Epithelial polarity and morphogenesis. Curr. Opin. Cell Biol. 23, 540-546. (doi:10.1016/j.ceb.2011.07.005) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 11
    Lewis WH. 1947Mechanics of invagination. Anat. Rec. 97, 139-156. (doi:10.1002/ar.1090970203) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 12
    Baker PC, Schroede TE. 1967Cytoplazmatyczne filamenty i ruch morfogenetyczny w neural tube płazów. Dev. Biol. 15, 432-450. (doi:10.1016/0012-1606(67)90036-X) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 13
    Lang RA, Herman K, Reynolds AB, Hildebrand JD, Plageman TF. 2014p120-catenin-dependent junctional recruitment of Shroom3 is required for apical constriction during lens pit morphogenesis. Development 141, 3177-3187. (doi:10.1242/dev.107433) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 14
    Lee JY, Harland RM. 2007Actomyosin contractility and microtubules drive apical constriction in Xenopus bottle cells. Dev. Biol. 311, 40-52. (doi:10.1016/j.ydbio.2007.08.010) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 15
    Martin AC, Kaschube M, Wieschaus EF. 2009Pulsed contractions of an actin-myosin network drive apical constriction. Nature 457, 495-499. (doi:10.1038/nature07522) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 16
    Mason FM, Tworoger M, Martin AC. 2013Apical domain polarization localizes actin-myosin activity to drive ratchet-like apical constriction. Nat. Cell Biol. 15, 926-936. (doi:10.1038/ncb2796) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 17
    Borges RM, Lamers ML, Forti FL, Santos MF, Yan CY. 2011Rho signaling pathway and apical constriction in the early lens placode. Genesis 49, 368-379. (doi:10.1002/dvg.20723) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 18
    Sai X, Yonemura S, Ladher RK. 2014Junctionally restricted RhoA activity is necessary for apical constriction during phase 2 inner ear placode invagination. Dev. Biol. 394, 206-216. (doi:10.1016/j.ydbio.2014.08.022) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 19
    Haigo SL, Hildebrand JD, Harland RM, Wallingford JB. 2003Shroom indukuje apikalne zwężenie i jest wymagany do tworzenia hingepoint podczas zamykania cewy nerwowej. Curr. Biol. 13, 2125-2137. (doi:10.1016/j.cub.2003.11.054) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 20
    Hildebrand JD. 2005Shroom reguluje kształt komórek nabłonkowych poprzez apikalne pozycjonowanie sieci aktomiozyny. J. Cell Sci. 118, 5191-5203. (doi:10.1242/jcs.02626) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 21
    Hildebrand JD, Soriano P. 1999Shroom, a PDZ domain-containing actin-binding protein, is required for neural tube morphogenesis in mice. Cell 99, 485-497. (doi:10.1016/S0092-8674(00)81537-8) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 22
    Plageman TF, Chung MI, Lou M, Smith AN, Hildebrand JD, Wallingford JB, Lang RA. 2010Pax6-dependent Shroom3 expression regulates apical constriction during lens placode invagination. Development 137, 405-415. (doi:10.1242/dev.045369) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 23
    Jidigam VK, Srinivasan RC, Patthey C, Gunhaga L. 2015Apical constriction and epithelial invagination are regulated by BMP activity. Biol Open 4, 1782-1791. (doi:10.1242/bio.015263) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 24
    Martin AC, Gelbart M, Fernandez-Gonzalez R, Kaschube M, Wieschaus EF. 2010Integration of contractile forces during tissue invagination. J. Cell Biol. 188, 735-749. (doi:10.1083/jcb.200910099) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 25
    Maître J-L, Niwayama R, Turlier H, Nédélec F, Hiiragi T. 2015Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nat. Cell Biol. 17, 849-855. (doi:10.1038/ncb3185) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 26
    Samarage CR, White MD, Álvarez YD, Fierro-González JC, Henon Y, Jesudason EC, Bissiere S, Fouras A, Plachta N. 2015Cortical tension allocates the first inner cells of the mammalian embryo. Dev. Cell 34, 435-447. (doi:10.1016/j.devcel.2015.07.004) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 27
    He B, Doubrovinski K, Polyakov O, Wieschaus E. 2014Apical constriction drives tissue-scale hydrodynamic flow to mediate cell elongation. Nature 508, 392-396. (doi:10.1038/nature13070) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 28
    Andrew DJ, Henderson KD, Seshaiah P. 2000Salivary gland development in Drosophilamelanogaster. Mech. Dev. 92, 5-17. (doi:10.1016/S0925-4773(99)00321-4) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 29
    Kerman BE, Cheshire AM, Andrew DJ. 2006From fate to function: the Drosophila trachea and salivary gland as models for tubulogenesis. Differentiation 74, 326-348. (doi:10.1111/j.1432-0436.2006.00095.x) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 30
    Monier B, Gettings M, Gay G, Mangeat T, Schott S, Guarner A, Suzanne M. 2015Apico-basal forces exerted by apoptotic cells drive epithelium folding. Nature 518, U245-U252. (doi:10.1038/nature14152) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 31
    Sai X, Ladher RK. 2008FGF signaling regulates cytoskeletal remodeling during epithelial morphogenesis. Curr. Biol. 18, 976-981. (doi:10.1016/j.cub.2008.05.049) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 32
    Sai X, Ladher RK. 2015Early steps in inner ear development: induction and morphogenesis of the otic placode. Front. Pharmacol. 6, 19. (doi:10.3389/fphar.2015.00019) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 33
    Lomakin AJ, Lee KC, Han SJ, Bui DA, Davidson M, Mogilner A, Danuser G. 2015Competition for actin between two distinct F-actin networks defines a bistable switch for cell polarization. Nat. Cell Biol. 17, 1435-1445. (doi:10.1038/ncb3246) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 34
    Roper K. 2012Anisotropia Crumbs i aPKC napędza montaż kabla miozynowego podczas formowania rurek. Dev. Cell 23, 939-953. (doi:10.1016/j.devcel.2012.09.013) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 35
    Roper K. 2013Supracellular actomyosin assemblies during development. Bioarchitektura 3, 45-49. (doi:10.4161/bioa.25339) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 36
    Nishimura M, Inoue Y, Hayashi S. 2007A wave of EGFR signaling determines cell alignment and intercalation in the Drosophila tracheal placode. Development 134, 4273-4282. (doi:10.1242/dev.010397) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 37
    Nishimura T, Takeichi M. 2008Shroom3-mediowane rekrutacja kinaz Rho do apikalnych połączeń komórkowych reguluje nabłonkowe i neuroepitelialne remodelowanie planarne. Development 135, 1493-1502. (doi:10.1242/dev.019646) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 38
    Fernandez-Gonzalez R, Simoes Sde M, Roper JC, Eaton S, Zallen JA. 2009Myosin II dynamics are regulated by tension in intercalating cells. Dev. Cell 17, 736-743. (doi:10.1016/j.devcel.2009.09.003) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 39
    Franke JD, Montague RA, Kiehart DP. 2005Nonmuscle myosin II generuje siły, które przenoszą napięcie i napędzają skurcz w wielu tkankach podczas grzbietowego zamknięcia. Curr. Biol. 15, 2208-2221. (doi:10.1016/j.cub.2005.11.064) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 40
    Solon J, Kaya-Copur A, Colombelli J, Brunner D. 2009Pulsed forces timed by a ratchet-like mechanism drive directed tissue movement during dorsal closure. Cell 137, 1331-1342. (doi:10.1016/j.cell.2009.03.050) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 41
    Nishimura T, Honda H, Takeichi M. 2012Planar cell polarity links axes of spatial dynamics in neural-tube closure. Cell 149, 1084-1097. (doi:10.1016/j.cell.2012.04.021) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 42
    Kondo T, Hayashi S. 2013Mitotic cell rounding accelerates epithelial invagination. Nature 494, 125-129. (doi:10.1038/nature11792) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 43
    Kiehart DP. 2015Epithelial morphogenesis: siły apoptotyczne napędzają zmiany kształtu komórek. Dev. Cell 32, 532-533. (doi:10.1016/j.devcel.2015.02.020) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 44
    Monier B, Suzanne M. 2015The morphogenetic role of apoptosis. Curr. Top. Dev. Biol. 114, 335-362. (doi:10.1016/bs.ctdb.2015.07.027) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 45
    Manjon C, Sanchez-Herrero E, Suzanne M. 2007Sharp boundaries of Dpp signalling trigger local cell death required for Drosophila leg morphogenesis. Nat. Cell Biol. 9, 57-63. (doi:10.1038/ncb1518) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 46
    Sherrard K, Robin F, Lemaire P, Munro E. 2010Sequential activation of apical and basolateral contractility drives ascidian endoderm invagination. Curr. Biol. 20, 1499-1510. (doi:10.1016/j.cub.2010.06.075) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 47
    Wang YC, Khan Z, Kaschube M, Wieschaus EF. 2012Differential positioning of adherens junctions is associated with initiation of epithelial folding. Nature 484, 390-393. (doi:10.1038/nature10938) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 48
    Wang YC, Khan Z, Wieschaus EF. 2013Distinct Rap1 activity states control the extent of epithelial invagination via alpha-catenin. Dev. Cell 25, 299-309. (doi:10.1016/j.devcel.2013.04.002) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 49
    Smith JL, Schoenwolf GC. 1987Cell cycle and neuroepithelial cell shape during bending of the chick neural plate. Anat. Rec. 218, 196-206. (doi:10.1002/ar.1092180215) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 50
    Smith JL, Schoenwolf GC, Quan J. 1994Quantitative analyses of neuroepithelial cell shapes during bending of the mouse neural plate. J. Comp. Neurol. 342, 144-151. (doi:10.1002/cne.903420113) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 51
    Schoenwolf GC, Franks MV. 1984Analiza ilościowa zmian w kształtach komórek podczas zginania ptasiej płytki nerwowej. Dev. Biol. 105, 257-272. (doi:10.1016/0012-1606(84)90284-7) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 52
    Spear PC, Erickson CA. 2012Apical movement during interkinetic nuclear migration is a two-step process. Dev. Biol. 370, 33-41. (doi:10.1016/j.ydbio.2012.06.031) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 53
    Spear PC, Erickson CA. 2012Interkinetyczna migracja jądrowa: tajemniczy proces w poszukiwaniu funkcji. Dev. Growth Differ. 54, 306-316. (doi:10.1111/j.1440-169X.2012.01342.x) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 54
    Smith JL, Schoenwolf GC. 1988Role of cell-cycle in regulating neuroepithelial cell shape during bending of the chick neural plate. Cell Tissue Res. 252, 491-500. (doi:10.1007/BF00216636) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 55
    Eiraku M, Takata N, Ishibashi H, Kawada M, Sakakura E, Okuda S, Sekiguchi K, Adachi T, Sasai Y. 2011Self-organizing optic-cup morphogenesis in three-dimensional culture. Nature 472, 51-U73. (doi:10.1038/nature09941) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 56
    Guthrie S, Butcher M, Lumsden A. 1991Patterns of cell division and interkinetic nuclear migration in the chick embryo hindbrain. J. Neurobiol. 22, 742-754. (doi:10.1002/neu.480220709) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 57
    Kosodo Y, Suetsugu T, Suda M, Mimori-Kiyosue Y, Toida K, Baba SA, Kimura A, Matsuzaki F. 2011Regulation of interkinetic nuclear migration by cell cycle-coupled active and passive mechanisms in the developing brain. EMBO J. 30, 1690-1704. (doi:10.1038/emboj.2011.81) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 58
    Norden C, Young S, Link BA, Harris WA. 2009Aktomiozyna jest głównym motorem interkinetycznej migracji jądrowej w siatkówce. Cell 138, 1195-1208. (doi:10.1016/j.cell.2009.06.032) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 59
    Schenk J, Wilsch-Brauninger M, Calegari F, Huttner WB. 2009Myosin II is required for interkinetic nuclear migration of neural progenitors. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 16 487-16 492. (doi:10.1073/pnas.0908928106) Crossref, Google Scholar
  • 60
    Tsutsumi Y, Fushiki S. 2000Comparison of cell kinetics between the boundary and the interboundary areas during hindbrain segmentation in the chick embryo. Acta Histochem. Cytochem. 33, 141-147. (doi:10.1267/ahc.33.141) Crossref, Google Scholar
  • 61
    Schoenwolf GC, Folsom D, Moe A. 1988A reexamination of the role of microfilaments in neurulation in the chick embryo. Anat. Rec. 220, 87-102. (doi:10.1002/ar.1092200111) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 62
    Ybot-Gonzalez P, Copp AJ. 1999Bending of the neural plate during mouse spinal neurulation is independent of actin microfilaments. Dev. Dyn. 215, 273-283. (doi:10.1002/(SICI)1097-0177(199907)215:3<273::AID-AJA9>3.0.CO;2-H) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 63
    Alvarez IS, Schoenwolf GC. 1992Expansion of surface epithelium provides the major extrinsic force for bending of the neural plate. J. Exp. Zool. 261, 340-348. (doi:10.1002/jez.1402610313) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 64
    Ybot-Gonzalez P, Cogram P, Gerrelli D, Copp AJ. 2002Sonic hedgehog and the molecular regulation of mouse neural tube closure. Development 129, 2507-2517. PubMed, Google Scholar
  • 65
    McShane SG, Mole MA, Savery D, Greene NDE, Tam PPL, Copp AJ. 2015Cellular basis of neuroepithelial bending during mouse spinal neural tube closure. Dev. Biol. 404, 113-124. (doi:10.1016/j.ydbio.2015.06.003) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 66
    Jacobson AG, Oster GF, Odell GM, Cheng LY. 1986Neurulation and the cortical tractor model for epithelial folding. J. Embryol. Exp. Morphol. 96, 19-49. PubMed, Google Scholar
  • 67
    Burke RD, Myers RL, Sexton TL, Jackson C. 1991Cell movements during the initial phase of gastrulation in the sea urchin embryo. Dev. Biol. 146, 542-557. (doi:10.1016/0012-1606(91)90255-2) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 68
    Davidson LA, Koehl MA, Keller R, Oster GF. 1995How do sea urchins invaginate? Using biomechanics to distinguish between mechanisms of primary invagination. Development 121, 2005-2018. PubMed, ISI, Google Scholar
  • 69
    Bergert M, Erzberger A, Desai RA, Aspalter IM, Oates AC, Charras G, Salbreux G, Paluch EK. 2015 Force transmission during adhesion-independent migration. Nat. Cell Biol. 17, 524-529. (doi:10.1038/ncb3134) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 70
    Panousopoulou E, Green JB. 2016Invagination of ectodermal placodes is driven by cell intercalation-mediated contraction of the suprabasal tissue canopy. PLoS Biol. 14, e1002405. (doi:10.1371/journal.pbio.1002405) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 71
    Basan M, Joanny JF, Prost J, Risler T. 2011Undulation instability of epithelial tissues. Phys. Rev. Lett. 106, 158101. (doi:10.1103/PhysRevLett.106.158101) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 72
    Li J, Chatzeli L, Panousopoulou E, Tucker AS, Green JB. 2016Epithelial stratification and placode invagination are separable functions in early morphogenesis of the molar tooth. Development 143, 670-681. (doi:10.1242/dev.130187) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 73
    Gutzman JH, Graeden EG, Lowery LA, Holley HS, Sive H. 2008Formation of the zebrafish midbrain-hindbrain boundary constriction requires laminin-dependent basal constriction. Mech. Dev. 125, 974-983. (doi:10.1016/j.mod.2008.07.004) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 74
    Savin T, Kurpios NA, Shyer AE, Florescu P, Liang H, Mahadevan L, Tabin CJ. 2011On the growth and form of the gut. Nature 476, 57-62. (doi:10.1038/nature10277) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 75
    Shyer AE, Tallinen T, Nerurkar NL, Wei Z, Gil ES, Kaplan DL, Tabin CJ, Mahadevan L. 2013Villification: how the gut gets its villi. Science 342, 212-218. (doi:10.1126/science.1238842) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar
  • 76
    Voronov DA, Alford PW, Xu G, Taber LA. 2004The role of mechanical forces in dextral rotation during cardiac looping in the chick embryo. Dev. Biol. 272, 339-350. (doi:10.1016/j.ydbio.2004.04.033) Crossref, PubMed, Google Scholar
  • 77
    Voronov DA, Taber LA. 2002Cardiac looping w warunkach eksperymentalnych: efekty sił pozazarodkowych. Dev. Dyn. 224, 413-421. (doi:10.1002/dvdy.10121) Crossref, PubMed, Google Scholar

.